综述
间充质干细胞及其外泌体防治支气管肺发育不良研究进展
中华新生儿科杂志, 2020,35(3) : 232-235. DOI: 10.3760/cma.j.issn.2096-2932.2020.03.019
摘要

支气管肺发育不良是早产儿最常见的并发症之一,目前仍缺乏特效的防治措施。间充质干细胞属于成体干细胞中的一类,具有内在归巢能力,能够向损伤组织迁徙,同时可以分泌外泌体,其内包裹着源细胞内的特殊信息分子,如DNA、RNA、蛋白质等,参与细胞间的信息交流。近年来的研究结果表明间充质干细胞及其外泌体对防治支气管肺发育不良有良好的效果,本文对间充质干细胞及其外泌体防治支气管肺发育不良进行简要综述。

引用本文: 张恒爱, 梅花, 刘春枝. 间充质干细胞及其外泌体防治支气管肺发育不良研究进展 [J] . 中华新生儿科杂志, 2020, 35(3) : 232-235. DOI: 10.3760/cma.j.issn.2096-2932.2020.03.019.
参考文献导出:   Endnote    NoteExpress    RefWorks    NoteFirst    医学文献王
扫  描  看  全  文

正文
作者信息
基金 0  关键词  0
English Abstract
评论
阅读 0  评论  0
相关资源
引用 | 论文 | 视频

版权归中华医学会所有。

未经授权,不得转载、摘编本刊文章,不得使用本刊的版式设计。

除非特别声明,本刊刊出的所有文章不代表中华医学会和本刊编委会的观点。

支气管肺发育不良(bronchopulmonary dysplasia,BPD)是早产儿最常见的并发症之一[1],目前仍缺乏特效的防治措施。间充质干细胞(mesenchymal stem cells,MSCs)具有自我更新和分化能力,能够向损伤的组织迁徙,并可参与到组织损伤的修复过程中,是目前研究的热点。外泌体是由细胞主动分泌至胞外的纳米级小囊泡,具有源细胞的生物活性,是非细胞生物活性物质,研究显示外泌体在疾病的治疗上较MSCs有更多的优势。

一、BPD

BPD由Northway等[2]于1967年首次报道命名,即"经典型BPD"。既往研究认为BPD的原发病均为严重呼吸窘迫综合征,其病理特点主要是肺实质的慢性炎症、纤维化以及局限性肺气肿,根据病理特点可将其分为4期,各期在胸部X线片上可有相应的特征。随着围产医学技术的不断进步,产前预防性应用糖皮质激素、生后尽早应用外源性肺表面活性物质(pulmonary surfactant,PS)及保护性通气策略,严重呼吸窘迫综合征发病率已下降、预后有所改善。

目前"经典型BPD"已少见,越来越多的BPD为"新型BPD",即发生于症状极轻或无呼吸窘迫综合征的极不成熟儿,无需给氧或只需吸入低浓度氧,在住院期间逐渐出现氧依赖,其病理特点主要表现为肺泡数目减少、肺部微血管发育不良,而肺泡和气道损伤较轻、纤维化程度轻、胸部X线片的特征性改变不典型。

BPD的防治措施主要包括营养支持、限制液体、辅助通气、糖皮质激素、外源性PS、一氧化氮吸入等,但仍缺少特效的防治方法[3,4,5,6,7],因此寻找安全、高效的治疗方法是亟待解决的问题。

二、MSCs及其外泌体
(一)概念及理化性质

干细胞是一类能够进行自我复制、分化成为不同种类细胞的原始细胞群体,种类很多,根据来源不同可分为胚胎干细胞和成体干细胞。MSCs属于成体干细胞中的一类,来源广泛,几乎可以在所有代谢旺盛的组织中分离扩增出来,尤其在人体骨髓、脂肪、脐带组织中含量丰富。此外,MSCs能够分泌很多生物活性物质,而外泌体是其中的重要组成部分[8]

外泌体的发现最早可追溯至20世纪80年代,被认为是红细胞成熟过程中代谢产生的无用物质,1987年由Johnstone等[9]命名。直到20世纪90年代,研究发现内皮细胞[10]、神经细胞[11]、免疫细胞[12]、血小板[13]等均可分泌外泌体,而且外泌体广泛存在于尿液[14]、血液[15]、唾液[16]等体液中,是细胞间传递信息的重要媒介[17]

外泌体是细胞主动分泌至胞外的一种直径多在30~120 nm之间的小囊泡,由磷脂双分子层包裹,可起到保护作用。近年来有研究者根据外泌体直径大小将其分为3类:(1)大外泌体:直径90~120 nm;(2)小外泌体:直径50~80 nm;(3)外泌体颗粒:直径<50 nm。这3类外泌体显示出不同的DNA和RNA分布、蛋白质组、脂质等,提示其生物发生机制可能不同,在器官分布和生物学功能上也表现出差异[18]。另有研究显示直径大小可影响外泌体发挥作用的时间,直径越小,越容易被靶细胞吸收,在细胞间传递信息的效率越高[19]

(二)生物学功能

MSCs外泌体(mesenchymal stem cells-exosome,MSCs-exo)不仅表达所有外泌体相关的共同标志物,如热休克蛋白70、热休克蛋白90、CD9、CD63、CD81等,也表达MSCs表面特异性标志物CD29、CD90、CD73、CD44等[20,21],起到细胞间信号传递的作用,而这些标志物的种类和数目随着MSCs生理状态的变化而改变。更重要的是外泌体内包裹着源细胞内的特殊信息分子,如DNA、RNA[22](包括编码RNA、非编码RNA)、蛋白质等,可通过这些信号分子调节自身或其他细胞的功能状态。

有研究表明,外泌体中含有丰富的微小RNA(micro-RNA,mi-R)[23]。miR-191、miR-222、let-7a等调控细胞增殖,miR-222、let-7f、miR-21等刺激血管生成,miR-6087对内皮分化具有一定促进作用。经白细胞介素(interleukin,IL)1β预处理的MSCs分泌的外泌体中含有更多的抗炎miR-146a,使巨噬细胞发生M2极化,在免疫调节剂、抗炎方面发挥一定作用[24]。另一项研究显示,缺氧会诱导miR-17超家族簇,外泌体可通过抑制STAT3信号通路,进而抑制miR-17超家族簇的表达,促进miR-204在肺组织内的表达,减轻由于缺氧引起的肺动脉高压[25]

有研究对MSCs-exo进行蛋白质组学检测发现,其不仅含有IL-6、IL-10、IL-12、转化生长因子β等细胞因子,还含有血管内皮生长因子、成纤维细胞生长因子、血小板衍生生长因子等,在维持组织稳态和平衡中具有重要作用[26]

(三)防治BPD的研究现状
1.MSCs防治BPD的研究现状:

动物实验已证明MSCs对动物BPD的防治有良好的效果。Chang等[27]通过高氧诱导方式建立新生SD大鼠BPD模型,将人脐血来源的MSCs(umbilical cord mesenchymal stem cells,UC-MSCs)分别于生后第3天、第10天通过气管内滴入,结果表明UC-MSCs可减轻新生大鼠高氧诱导的肺损伤,如降低肺泡化、炎症反应、氧化应激,上调血管内皮生长因子等生长因子的表达,并表现出时间依赖性,仅在炎症早期表现出明显的保护作用。对于临床而言,尽早识别BPD,并及时进行MSCs移植可能会取得更好的治疗效果。

MSCs治疗BPD的最佳给药途径尚未明确。目前MSCs动物实验给药方式主要有静脉注射、气管内滴入及腹腔内注射。Sung等[28]分别通过气管内滴入(5×105)及静脉注射(2×106)方式将UC-MSCs于生后第5天移植入新生SD大鼠BPD模型中,发现气管内滴入较静脉注射方式以更小的剂量获得更好的治疗效果。

近几年MSCs治疗BPD已进入了Ⅰ期临床研究阶段。Chang等[29]进行了一项单中心Ⅰ期临床试验,观察组共纳入9例具有BPD高危因素的早产儿[胎龄(25.3±0.9)周,出生体重(793±127)g,日龄(10.4±2.6)d],均通过气管内滴入的方式移植UC-MSCs,其中3例剂量为1×107/kg,6例剂量为2×107/kg,9例患儿移植后第7天气管吸入物中IL-6、IL-8、基质金属化酶9、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)、转化生长因子β1水平均较基线及移植后第3天显著降低;随访至移植后84 d,移植剂量限制性毒性相关的严重不良反应发生率差异无统计学意义;与对照组比较,观察组BPD严重程度更低,需要手术治疗的早产儿视网膜病发生率较低。该试验表明早产儿气管内滴入2×107/kg UC-MSCs安全可行。

为了研究MSCs治疗BPD的长期安全性,Chang的团队[30]对上述Ⅰ期临床试验的患儿进行了3次随访(校正胎龄4~6个月、8~12个月、18~24个月),结果显示观察组中除1例因败血症死亡外,未发生任何与移植相关的不良反应;对照组22%的患儿需接受家庭氧疗,观察组无患儿需要家庭氧疗;观察组均未出现脑瘫、生长发育迟缓,对照组发生脑瘫、生长发育迟缓各1例;第3次随访时,观察组平均体重明显高于对照组。但该研究为单中心研究,样本数少,还需进一步通过大样本、多中心的随机对照研究以及长期随访评估其安全性和有效性。

2.MSCs-exo防治BPD的研究现状:

早期观点认为移植的MSCs通过替代受损组织而发挥作用,而随着研究的深入,发现移植入体内的MSCs数天内即消退,几乎没有在受体肺内植入。同时研究证明给予无细胞条件培养基(含有干细胞衍生物,如基质蛋白、外泌体等)也可达到与干细胞等同的治疗效果甚至更优。因此推测,MSCs主要通过旁分泌方式在受体内起作用。近几年采用干细胞衍生物防治BPD已成为研究热点[31,32,33,34],而外泌体是干细胞衍生物的主要组分。

Willis等[34]将新生小鼠于生后第1~7天暴露于高氧(75%)环境下,从第7天开始返回室内空气条件下,并于生后第4天通过气管滴入方式给予单剂量MSCs-exo,于出生后第7、14、42天时分别收集实验组及对照组的肺组织进行肺参数评估,结果表明实验组小鼠肺组织出现明显的肺血管重塑和肺泡简化、纤维化,这与人类BPD的组织学改变相似,经MSCs-exo处理后,上述指标有所改善;利用定量聚合酶链反应技术分析细胞因子mRNA的表达情况,发现MSCs-exo抑制IL-6、TNF-α等mRNA表达水平,促进精氨酸酶1的表达,而IL-6、TNF-α是巨噬细胞促炎性M1表型的标志物,精氨酸酶1常被视为巨噬细胞抗炎性M2表型的标志物,因此MSCs-exo可通过抑制巨噬细胞M1表型、促进M2表型改善BPD小鼠肺组织的修复。

Braun等[35]研究结果也显示MSCs-exo可增加肺血管数目,阻止高氧期间肺泡生长的中断,并对新生大鼠BPD模型肺泡化具有促进作用。

在对BPD及其并发症的治疗方面,MSCs-exo具有以下优点:(1)可通过血脑屏障,因此对BPD引起的神经系统病变有一定的预防和改善作用[36,37];(2)属于非细胞制品,无致瘤风险,甚至有一定抗瘤作用[38];(3)免疫原性低、免疫调节能力强、安全性能高[39];(4)方便存储、运输及携带[40]

三、展望

随着早产儿存活率的上升,BPD发病率不断升高,BPD的早诊断、早预防、早治疗尤为重要,但目前为止尚无安全有效的防治措施。近年来,干细胞治疗的出现给BPD防治带来了希望。目前已有较多动物实验及临床试验研究结果显示MSCs及MSCs-exo对于防治BPD具有安全可靠、效果显著的特点,但仍面临很多问题,如给药方式、给药剂量、给药时机等,需要进一步通过大样本、多中心的随机对照研究以及长期随访来评估其安全性及有效性。

利益冲突
利益声明

所有作者均声明不存在利益冲突

参考文献
[1]
侯彰华彭华保夏稳. 地塞米松防治支气管肺发育不良对N端脑钠肽前体水平的影响及临床意义[J].中华新生儿科杂志(中英文)201833(4):246-249. DOI: 10.3760/cma.j.issn.2096-2932.2018.04.002.
[2]
NorthwayWH, RosanRC, PorterDY. Pulmonary disease following respirator therapy of hyaline-membrane disease. Bronchopulmonary dysplasia[J]. N Engl J Med, 1967276(7):357-368. DOI: 10.1056/NEJM196702162760701.
[3]
杨雨晨. 早产儿支气管肺发育不良的药物治疗研究进展[J].中国当代儿科杂志201820(1):67-71. DOI: 10.7499/j.issn.1008-8830.2018.01.014.
[4]
PawelecK, GadyszD, DemkowU, et al. Stem cell experiments moves into clinic: new hope for children with bronchopulmonary dysplasia[J]. Adv Exp Med Biol, 201583947-53. DOI: 10.1007/5584_2014_27.
[5]
LiJ, LiX, HuangX, et al. Noninvasive high-frequency oscillatory ventilation as respiratory support in preterm infants: a meta-analysis of randomized controlled trials[J]. Respir Res, 201920(1):58. DOI: 10.1186/s12931-019-1023-0.
[6]
DoyleLW, EhrenkranzRA, HallidayHL. Early (< 8 days) postnatal corticosteroids for preventing chronic lung disease in preterm infants[J]. Cochrane Database Syst Rev, 2014,(5):CD001146. DOI: 10.1002/14651858.CD001146.pub4.
[7]
BaoY, ZhangG, WuM, et al. A pilot study of less invasive surfactant administration in very preterm infants in a Chinese tertiary center[J]. BMC Pediatr, 20151521. DOI: 10.1186/s12887-015-0342-7.
[8]
ChaubeyS, ThuesonS, PonnalaguD, et al. Early gestational mesenchymal stem cell secretome attenuates experimental bronchopulmonary dysplasia in part via exosome-associated factor TSG-6[J]. Stem Cell Res Ther, 20189(1):173. DOI: 10.1186/s13287-018-0903-4.
[9]
JohnstoneRM, AdamM, HammondJR, et al. Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes)[J]. J Biol Chem, 1987262(19):9412-9420.
[10]
XiaoB, ChaiY, LvS, et al. Endothelial cell-derived exosomes protect SH-SY5Y nerve cells against ischemia/reperfusion injury[J]. Int J Mol Med, 201740(4):1201-1209. DOI: 10.3892/ijmm.2017.3106.
[11]
GlebovK, LöchnerM, JabsR, et al. Serotonin stimulates secretion of exosomes from microglia cells[J]. Glia, 201563(4):626-634. DOI: 10.1002/glia.22772.
[12]
LiuH, GaoW, YuanJ, et al. Exosomes derived from dendritic cells improve cardiac function via activation of CD4(+) T lymphocytes after myocardial infarction[J]. J Mol Cell Cardiol, 201691123-133. DOI: 10.1016/j.yjmcc.2015.12.028.
[13]
AatonenMT, OhmanT, NymanTA, et al. Isolation and characterization of platelet-derived extracellular vesicles[J]. J Extracell Vesicles, 20143DOI: 10.3402/jev.v3.24692.
[14]
Chun-YanL, Zi-YiZ, Tian-LinY, et al. Liquid biopsy biomarkers of renal interstitial fibrosis based on urinary exosome[J]. Exp Mol Pathol, 2018105(2):223-228. DOI: 10.1016/j.yexmp.2018.08.004.
[15]
PirontiG, StrachanRT, AbrahamD, et al. Circulating exosomes induced by cardiac pressure overload contain functional angiotensin II Type 1 receptors[J]. Circulation, 2015131(24):2120-2130. DOI: 10.1161/CIRCULATIONAHA.115.015687.
[16]
KatsiougiannisS, ChiaD, KimY, et al. Saliva exosomes from pancreatic tumor-bearing mice modulate NK cell phenotype and antitumor cytotoxicity[J]. FASEB J, 201731(3):998-1010. DOI: 10.1096/fj.201600984R.
[17]
MeldolesiJ. Exosomes and ectosomes in intercellular communication[J]. Curr Biol, 201828(8):R435-435R444. DOI: 10.1016/j.cub.2018.01.059.
[18]
ZhangH, FreitasD, KimHS, et al. Identification of distinct nanoparticles and subsets of extracellular vesicles by asymmetric flow field-flow fractionation[J]. Nat Cell Biol, 201820(3):332-343. DOI: 10.1038/s41556-018-0040-4.
[19]
CaponnettoF, ManiniI, SkrapM, et al. Size-dependent cellular uptake of exosomes[J]. Nanomedicine, 201713(3):1011-1020. DOI: 10.1016/j.nano.2016.12.009.
[20]
StolkM, SeifertM. Protein contaminations impact quantification and functional analysis of extracellular vesicle preparations from mesenchymal stromal cells[J]. J Stem Cells Regen Med, 201511(2):44-47.
[21]
YuB, ZhangX, LiX. Exosomes derived from mesenchymal stem cells[J]. Int J Mol Sci, 201415(3):4142-4157. DOI: 10.3390/ijms15034142.
[22]
JanAT, MalikMA, RahmanS, et al. Perspective insights of exosomes in neurodegenerative diseases: a critical appraisal[J]. Front Aging Neurosci, 20179317. DOI: 10.3389/fnagi.2017.00317.
[23]
SquadritoML, BaerC, BurdetF, et al. Endogenous RNAs modulate microRNA sorting to exosomes and transfer to acceptor cells[J]. Cell Rep, 20148(5):1432-1446. DOI: 10.1016/j.celrep.2014.07.035.
[24]
SongY, DouH, LiX, et al. Exosomal miR-146a contributes to the enhanced therapeutic efficacy of interleukin-1β-primed mesenchymal stem cells against sepsis[J]. Stem Cells, 201735(5):1208-1221. DOI: 10.1002/stem.2564.
[25]
LeeC, MitsialisSA, AslamM, et al. Exosomes mediate the cytoprotective action of mesenchymal stromal cells on hypoxia-induced pulmonary hypertension[J]. Circulation, 2012126(22):2601-2611. DOI: 10.1161/CIRCULATIONAHA.112.114173.
[26]
KimHS, ChoiDY, YunSJ, et al. Proteomic analysis of microvesicles derived from human mesenchymal stem cells[J]. J Proteome Res, 201211(2):839-849. DOI: 10.1021/pr200682z.
[27]
ChangYS, ChoiSJ, AhnSY, et al. Timing of umbilical cord blood derived mesenchymal stem cells transplantation determines therapeutic efficacy in the neonatal hyperoxic lung injury[J]. PLoS One, 20138(1):e52419. DOI: 10.1371/journal.pone.0052419.
[28]
SungDK, ChangYS, AhnSY, et al. Optimal route for human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cell transplantation to protect against neonatal hyperoxic lung injury: gene expression profiles and histopathology[J]. PLoS One, 201510(8):e0135574. DOI: 10.1371/journal.pone.0135574.
[29]
ChangYS, AhnSY, YooHS, et al. Mesenchymal stem cells for bronchopulmonary dysplasia: phase 1 dose-escalation clinical trial[J]. J Pediatr, 2014164(5):966-972.e6. DOI: 10.1016/j.jpeds.2013.12.011.
[30]
AhnSY, ChangYS, KimJH, et al. Two-year follow-up outcomes of premature infants enrolled in the phase I trial of mesenchymal stem cells transplantation for bronchopulmonary dysplasia[J]. J Pediatr, 201718549-54.e2. DOI: 10.1016/j.jpeds.2017.02.061.
[31]
PierroM, IonescuL, MontemurroT, et al. Short-term, long-term and paracrine effect of human umbilical cord-derived stem cells in lung injury prevention and repair in experimental bronchopulmonary dysplasia[J]. Thorax, 201368(5):475-484. DOI: 10.1136/thoraxjnl-2012-202323.
[32]
PorzionatoA, ZaramellaP, DedjaA, et al. Intratracheal administration of clinical-grade mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles reduces lung injury in a rat model of bronchopulmonary dysplasia[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2019316(1):L6-6L19. DOI: 10.1152/ajplung.00109.2018.
[33]
SdrimasK, KourembanasS. MSC microvesicles for the treatment of lung disease: a new paradigm for cell-free therapy[J]. Antioxid Redox Signal, 201421(13):1905-1915. DOI: 10.1089/ars.2013.5784.
[34]
WillisGR, Fernandez-GonzalezA, AnastasJ, et al. Mesenchymal stromal cell exosomes ameliorate experimental bronchopulmonary dysplasia and restore lung function through macrophage immunomodulation[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2018197(1):104-116. DOI: 10.1164/rccm.201705-0925OC.
[35]
BraunRK, ChettyC, BalasubramaniamV, et al. Intraperitoneal injection of MSC-derived exosomes prevent experimental bronchopulmonary dysplasia[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2018503(4):2653-2658. DOI: 10.1016/j.bbrc.2018.08.019.
[36]
ChaubeyS, ThuesonS, PonnalaguD, et al. Early gestational mesenchymal stem cell secretome attenuates experimental bronchopulmonary dysplasia in part via exosome-associated factor TSG-6[J]. Stem Cell Res Ther, 20189(1):173. DOI: 10.1186/s13287-018-0903-4.
[37]
QuM, LinQ, HuangL, et al. Dopamine-loaded blood exosomes targeted to brain for better treatment of Parkinson's disease[J]. J Control Release, 2018287156-166. DOI: 10.1016/j.jconrel.2018.08.035.
[38]
FongCY, ChakLL, BiswasA, et al. Human Wharton's jelly stem cells have unique transcriptome profiles compared to human embryonic stem cells and other mesenchymal stem cells[J]. Stem Cell Rev Rep, 20117(1):1-16. DOI: 10.1007/s12015-010-9166-x.
[39]
LeeM, JeongSY, HaJ, et al. Low immunogenicity of allogeneic human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells in vitro and in vivo[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2014446(4):983-989. DOI: 10.1016/j.bbrc.2014.03.051.
[40]
CharoenviriyakulC, TakahashiY, NishikawaM, et al. Preservation of exosomes at room temperature using lyophilization[J]. Int J Pharm, 2018553(1-2):1-7. DOI: 10.1016/j.ijpharm.2018.10.032.
 
 
展开/关闭提纲
查看图表详情
回到顶部
放大字体
缩小字体
标签
关键词