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溃疡性结肠炎(ulcerative colitis，UC)为结直肠黏膜的慢性非特异性炎性疾病，表现为结直肠黏膜慢性炎症、反复溃疡发作，严重影响患者的生活质量，病程长的UC患者中大肠癌发生率增加[1]。结肠隐窝底部的肠道干细胞(intestinal stem cells，ISCs)通过不断分裂增殖产生的子细胞沿"隐窝－绒毛轴"方向增殖分化，到达隐窝顶端分化为成熟的结肠上皮细胞，维持着肠黏膜上皮细胞的更新与再生修复。其正常有序的更新与再生修复过程在黏膜炎性损伤中常常被破坏或中断[2]。因此，探讨调控肠道上皮组织更新的分子机制有助于UC患者的黏膜愈合与临床治疗。目前关于维持UC黏膜炎性损伤和再生修复动态平衡的具体机制尚不明确。富含亮氨酸重复序列的G蛋白偶联受体5(leucine－richrepeat－containing G protein coupled receptor 5，Lgr5)是重要的ISCs标志物和Wnt/β－catenin通路靶点，其阳性细胞是肠道具有多向分化潜能的干细胞，在机体信号通路调控作用下，Lgr5阳性ISCs通过自我更新和分化潜能来修复损伤的肠黏膜，维持肠道稳态。不同信号通路之间如何相互作用，协同调控UC中具有分化潜能的Lgr5细胞的内在机制尚不明确。本文就UC黏膜损伤与再生修复的分子调控机制作一综述，以期进一步阐明UC发病机制并探索新的治疗策略。
肠道上皮细胞(intestinal epithelial cells，IECs)包括吸收性肠上皮细胞、杯状细胞、Paneth细胞和肠内分泌细胞。大多数近肠腔的细胞是吸收性细胞，其主要功能是代谢和消化，而分泌性IECs包括杯状细胞、Paneth细胞和肠内分泌细胞，其作用是消化和维持肠黏膜屏障。
正常情况下，IECs和黏液层能形成一种物理屏障防止病原微生物的侵入。杯状细胞在此过程中发挥重要作用，这是因为其分泌的高度糖基化的黏蛋白是肠上皮的第一道防线，而其中最为丰富的分泌性黏蛋白是MUC2[3]。在UC条件下会改变MUC2糖基化序列，这会进一步加重UC的炎症反应[4]。最近在MUC2缺陷小鼠模型的研究强调了黏蛋白维持黏膜屏障完整的重要性，MUC2缺陷的小鼠肠上皮细胞缺乏形态学识别的杯状细胞，这些小鼠肠上皮的黏液层存在明显的缺失及穿透性增加，以致这些小鼠能自发性地发展为UC[5]。此外，临床上，无论是活动期还是缓解期的UC患者的组织活检都可发现肠黏膜黏液层明显缺失[6]，这充分表明杯状细胞减少，MUC2分泌减少，导致肠上皮黏液层缺失是UC发病机制之一。
另一种分泌性IECs是Paneth细胞，肠道中抗菌肽(antimicrobial peptides，AMP)主要由Paneth细胞产生，其中α防御素是主要成分，其对黏液层有支持作用。在UC病理条件下，一些敏感因子编码参与自噬、颗粒蛋白质分泌、防御素分泌以及内质网应激的蛋白，进而导致Paneth细胞功能障碍，使肠腔中AMP分泌减少，最终引起促炎因子水平增高，加重炎症反应[7]。
UC患者的肠黏膜中IECs以NF－κBp的过度激活与表达为特征。在UC小鼠肠道中可以发现高水平活化的NF－κBp信号，而在特异性阻断NF－κBp信号后则能够改善炎症的严重程度[8]。过度激活的NF－κBp信号在体外也可以刺激IECs，这表明NF－κBp信号与IECs的功能相关性[8]。除NF－κBp信号增多外，在UC患者的IECs中还可检测到信号转导和转录激活因子3(STAT3)水平升高[9]。这可能是白细胞介素22(IL－22)在UC条件下特异性地诱导STAT3生成，促使黏膜再生，从而使UC中STAT3的水平增高[10]。
所以，杯状细胞和Paneth细胞各自行使着分泌MUC2和AMP的功能，与黏液层共同维持着肠黏膜屏障。但在UC的病理条件下会造成杯状细胞减少，进而MUC2分泌减少，黏液层缺失，同时Paneth细胞也会出现功能障碍，引起UC特征性的黏膜损伤。此外，NF－κBp信号和STAT3信号可能在IECs的分子调控中也起到了作用。在治疗上，除了以NF－κBp信号和STAT3信号为治疗靶点或直接修复IECs外，更重要的是位于隐窝基层的ISCs可以在信号通路的精细调控下增殖分化成成熟的IECs，修复受损的肠黏膜。
IECs的自我更新和损伤后持续的再生修复与隐窝基层的ISCs有关，其能维持肠上皮的稳态[11,12]。与IECs相比，ISCs有着不同的两大特点：能自我更新并具有高度分化的潜能去生成各种不同类型的细胞。在稳态维持的过程中，ISCs能生成子细胞即短暂扩充细胞，其能沿着"隐窝－绒毛轴"分化成功能性细胞，如吸收性肠上皮细胞、肠内分泌细胞、杯状细胞。而分化而成的Paneth细胞却在隐窝底部，没有向上迁移。隐窝细胞存在着分层分布：分化成熟的细胞位于隐窝顶端，而具有分化潜能的ISCs位于底部[13]。最初发现ISCs是在隐窝细胞中通过遗传标记追踪实现的。然而这些实验并未能识别或标记ISCs，因此不能更进一步地明确ISCs的特点。
目前已证实Lgr5能明确地标记ISCs。Lgr5在隐窝基层柱状细胞(cypt－based columnar cells，CBCs)中特异性表达，在胃窦、小肠和结肠中的Lgr5阳性的CBCs能生成不同类型的细胞[14,15]。此外，结肠隐窝绒毛处的Lgr5阳性细胞能再生各种类型的IECs [16]。因此可认为Lgr5是结肠ISCs的特异性的标记物，Lgr5阳性细胞有着结肠干细胞的活性，具有自我更新和多分化的潜能。
采用灌肠法将Lgr5阳性ISCs推入葡聚糖硫酸钠诱导的UC小鼠试验模型肠道中，发现能治疗小鼠的肠黏膜损伤，促进小鼠肠上皮的再生修复[17]。表明Lgr5阳性ISCs在肠黏膜损伤的再生修复中起着重要的作用。
在UC导致肠黏膜损伤后，位于隐窝基底层的结肠干细胞通过不断分裂增殖，产生的子细胞能沿着"隐窝－绒毛轴"迁移，最终到达隐窝顶部分化成成熟的结肠上皮细胞。但这一过程可因黏膜炎症被抑制或终止[2]。另一方面，Lgr5阳性细胞能再生结肠上皮。因此推测，ISCs的移植或扩增或许对UC有治疗价值。最近的研究表明，Lgr5阳性ISCs的移植能治疗右旋葡聚糖硫酸钠(DSS)诱导UC小鼠的肠黏膜损伤[17]。此外，Watanabe[18]描述了利用结肠干细胞体外扩增后再自体移植到结肠损伤部位治疗UC的想法。这些研究结果和假想或许能为研究者们治疗UC提供一个新的临床思路以及一个新的研究方向。
所以，Lgr5阳性ISCs通过自我更新以及多分化潜能来生成IECs，促进肠黏膜的再生修复。不同信号通路对ISCs具有不同的调控效应。已有研究报道了Wnt和Notch通路对ISCs调控的作用。其中Wnt信号通路是促进ISCs增殖、黏膜更新的主要动力[19]，Notch信号通路则导向ISCs分化的方向[20]。
当缺失Wnt信号刺激时，由抑癌基因APC、Axin以及酪氨酸激酶Ⅰ(CKⅠ)和糖原合成酶激酶3(GSK3)组成的降解复合物以β－catenin为靶点进行磷酸化蛋白酶体降解，引起Wnt信号通路失活。而Wnt/β－catenin信号通路的启动首先要Wnt糖蛋白结合到其跨膜共受体上，即Frizzled(FZ)蛋白和低密度脂蛋白(LDL)受体相关蛋白5，6(LRP5/6)。Wnt－Fz－LRP5/6复合物能将信号传入细胞，使得β－catenin在细胞核聚集并与不同转录因子耦合为复合物(TCF4/LEF)，从而启动Wnt靶基因[21]。
已有研究表明Lgr5是最为重要的β－catenin信号通路的下游靶基因[15]，此外，Lgr5能作为配体结合R－spondin－1。R－spondins是一组分泌性蛋白，能加强Wnt/β－catenin信号通路的活性并促进ISCs的增殖。Lgr5能通过诱导LPR6磷酸化作用与R－spondin－1紧密结合，从而促进Wnt/β－catenin信号通路启动[22]。有研究发现在肠上皮条件性地移除Lgr5后，ISCs迅速减少以及Wnt靶基因表达下降[23]。这表明，若UC黏膜损伤引起Lgr5减少或缺失，将使得Wnt/β－catenin信号通路活性减少，不利于肠上皮的再生。Lgr5与R－spondin－1结合后，联合Wnt配体－Fz－LRP5/6复合物的形成[23,24]，共同启动Wnt/β－catenin信号通路。
Wnt/β－catenin信号通路对ISCs的增殖至关重要。最近，有研究者用人结肠隐窝模型试验，结果表明经典Wnt通路与受抑制的TGFβ/BMP通路能促进人结肠上皮的再生[25]，修复损伤的肠黏膜。然而，有研究在表达Wnt通路抑制剂Dickkopf－1(DKK1)的转基因小鼠中，发现小鼠肠隐窝破坏及肠上皮增殖显著受抑制[26]。相反，当使用Wnt通路激动剂R－spondin后，ISCs则表现出高度增殖的状态[22]。这些结果进一步表明Wnt/β－catenin信号通路是促进ISCs增殖的主要动力。
Wnt通路与肠黏膜稳态另一个重要的联系是黏蛋白的表达和Wnt通路激活的双向调节作用。通过胞质尾区的联系，MUC2能与β－catenin相互作用，这种相互作用能促使β－catenin核易位和细胞核的聚集，有助于Wnt通路激活。而β－catenin也能直接影响MUC2等不同黏蛋白基因的转录过程[27]。这一分子机制能启发研究者们，UC中MUC2的表达减少，不仅与杯状细胞的减少有关，Wnt通路的调控异常或许也起到了作用。
上述研究表明，Wnt通路是ISCs的增殖的主要动力，维持着肠道稳态。在临床应用中，Wnt通路的抑制剂和激动剂可能作为一种治疗靶点，来调节病理条件下Wnt通路的过表达和低表达，使Wnt通路恢复正常水平，维持ISCs正常增殖和肠上皮稳态。
Notch信号通路由受体、配体和DNA结合蛋白3部分组成。Notch信号由两个邻近细胞的Notch受体与配体相互作用而激活。受体与配体的结合导致受体构象发生改变，从而暴露受体胞外域蛋白酶切割位点，随后在γ－分泌酶的介导下发生蛋白水解作用，释放出Notch的胞内段(notch intracellular domain，NICD)，NICD转移至细胞核内，与转录抑制因子RBP－j结合，而后即成为转录活化因子，活化Hes等基因的转录。
Notch信号通路调控着ISCs向吸收细胞系分化[28]。RBP－j的条件性敲除以及使用γ－分泌酶抑制剂阻止NICD释放将会导致隐窝ISCs向分泌细胞系分化[29]。而在Notch通路靶基因Hes1缺陷的幼年小鼠中也可得到相似的结果，即分泌细胞系的增加和吸收细胞系的减少，但由于实验小鼠早期死亡，Hes1缺陷在成年鼠中引起的效应并不能确定[30]。在抑制Notch通路靶基因Math1后，Notch通路可以负性调控分泌细胞系的分化，这是由于Math1条件性的敲除能促进RBP－j的表达所致[31]。此外，Math1缺失可以引起黏膜杯状细胞分化异常，导致结肠黏液层缺失，从而诱发UC[32]。研究表明，配体Dll1和Dll4共同介导的Notch信号通路能维持肠黏膜炎性损伤与修复的平衡，而在Dll1特异性敲除的小鼠中发现杯状细胞数量的增加，提示在调控隐窝ISCs功能方面Dll1具有更显著的影响[28]。
以上研究结果显示，Math1可促使ISCs向分泌细胞系分化，而Hes1则促使ISCs向吸收细胞系分化，两者共同介导Notch信号通路调控Lgr5阳性ISCs的分化，维持着肠道稳态，配体Dll1可能在其中发挥主要的作用。Notch通路的靶基因Hes1和Math1，以及配体Dll1可能会在UC的治疗中提供新的治疗靶点，并为进一步研究提供理论依据。
尽管Wnt和Notch通路已经证实在肠道稳态中有着重要作用，但这两种信号通路如何相互作用调节ISCs活性和分化方向的具体机制仍不清楚。最近有研究发现，在使用了Notch通路阻断抗体后，发现配体Wnt 3增加、ISCs及短暂扩充细胞中NICD减少以及ISCs向分泌细胞系的分化。在Notch通路阻断后不久Wnt通路脱抑制而上调，Lgr5阳性ISCs会分化为分泌细胞系，使Lgr5阳性ISCs活性减少而耗竭。这表明Notch阻断后的分泌细胞系的转化可能是Wnt 3上调引起Wnt通路过度激活所致[33]。研究进一步发现，在使用LPR6抗体减少Wnt通路的输出后，能够恢复Notch通路的表达及ISCs的活性，Math1阳性分泌细胞系的前体细胞也会减少[33]。所以，适当的Wnt通路水平来同时维持ISCs的增殖与分化是需要Notch通路参与的。Notch通路在维持ISCs活性和分化的过程中会抑制Wnt信号的输出，两者之间存在着拮抗关系，相互作用，共同维持肠道稳态。在UC病理条件下Wnt和Notch信号通路的平衡可能被打破，会引起肠道功能紊乱，ISCs的增殖分化受到影响，肠黏膜损伤也不能正常修复。
目前已有研究报道了Wnt和Notch信号通路以及两者相互作用调控着ISCs的增殖分化过程，但是否有其他通路也在此过程中发挥作用仍不清楚，需进一步试验阐明。
综上所述，UC肠黏膜损伤是UC重要的病理改变，Lgr5阳性ISCs具有自我更新和高分化潜能的特点，其在肠黏膜损伤的修复中起到了重要作用。同时，Lgr5阳性ISCs受到Wnt/β－catenin信号通路与Notch信号通路的精细调控。Wnt/β－catenin信号通路与Notch信号通路共同维持着Lgr5阳性ISCs的功能。多靶点联合信号通路的联合治疗方案以及Lgr5阳性ISCs的移植治疗可能为UC的治疗提供新的应用前景及临床思路。
