专题论坛:血液肿瘤基因检测
血液肿瘤中融合基因和融合基因家族的研究进展与挑战
中华医学杂志, 2019,99(41) : 3216-3220. DOI: 10.3760/cma.j.issn.0376-2491.2019.41.004
摘要

融合基因(FGs)是血液肿瘤中一类常见的分子生物学异常,并且作为重要的分子标志物在白血病分型、预后评估和靶向治疗等方面发挥重要作用。FGs的分布呈典型的长尾现象,为临床研究和检测带来困难。另一方面,又广泛存在一个基因可以与多个其他伙伴基因形成FGs的现象。为了更好地归纳和理解血液肿瘤中FGs的分布特征,我们提出了"融合基因家族(FG-FM)"的概念。迄今为止,血液肿瘤中已报道的大部分FGs可归纳入约20个FG-FM。基于目前已报道的FGs的分布特征,我们可以推测:虽然未来将会陆续发现越来越多的FGs,但FG-FM的数目有限。同一家族的FGs在致病性、临床特征和治疗预后等方面有很多相似之处,并且带来新的检测思路。因此将FGs按家族分类,将有助于我们理解其致病机制,并优化检测方案。

引用本文: 王芳, 陈雪, 袁丽莉, 等.  血液肿瘤中融合基因和融合基因家族的研究进展与挑战 [J] . 中华医学杂志, 2019, 99(41) : 3216-3220. DOI: 10.3760/cma.j.issn.0376-2491.2019.41.004.
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融合基因(FGs)是血液肿瘤中最早被鉴定且具有明确临床诊疗意义的一类基因异常形式。在最新的世界卫生组织(WHO)2016版造血和淋巴组织肿瘤分类标准中,已明确列出的FGs有112种,其中大部分可作为诊断和分类的依据[1,2]。具有病理意义的FGs一旦存在,常是该肿瘤发生的主要分子病因,并且可以用荧光定量PCR方法进行高灵敏度监测,因此还是判断预后、选择靶向治疗或化疗方案、治疗后监测微小残留病灶(MRD)的重要分子指标。血液肿瘤中相对多见的BCR-ABL1、PML-RARA等多种FGs筛查和定量监测已经成为临床诊治中的常规检测指标[3,4,5]

一、传统FGs鉴定的方法及局限性

既往FGs的鉴定大都是先通过染色体核型分析发现重现性的染色体易位(如费城染色体,即Ph染色体),然后定位对应染色体区带上累及的基因,再鉴定其融合转录本。血液肿瘤中较为常见并伴有特征性染色体易位的FGs(如BCR-ABL1、PML-RARA)都是通过这种模式发现和鉴定的。通过这种模式鉴定FGs需要漫长的研究过程,并且难以鉴定发生率低的染色体易位导致的FGs。另外还有相当比例的患者可能因隐匿性染色体易位、微缺失(如FIP1L1-PDGFRA)等原因导致基因的异常拼接和融合,但并无异常染色体核型[1,2],因此常难以被发现和鉴定。

FGs的发生具有互斥现象,即不同的具有病理意义的FGs很少同时发生于同一患者。我们对既往36种血液肿瘤中较为常见的FGs筛查结果总结的数据中,3 135例急性髓性白血病(AML)患者中共有23种FGs阳性,总阳性率为41.21%;2 479例急性淋巴细胞白血病(ALL)患者中共有17种FGs阳性,总阳性率为28.72%;分别有0.22%的AML和0.24%的ALL患者在疾病进展后出现两种FGs同时阳性。数据显示FGs的分布存在典型的长尾现象[4,5]:AML中阳性率超过5%的FGs只有RUNX1-RUNX1T1、PML-RARA和CBFB-MYH11三种,其他20种FGs的总阳性率仅为13.85%;ALL中阳性率超过5%的FGs只有BCR-ABL1和ETV6-RUNX1两种,其他15种FGs的总阳性率仅为10.93%。除了最常见的约10种FGs外,其他即使文献中已有较多报道的FGs,在血液肿瘤患者中的总阳性率也大都低于1%[4,5]

长尾现象的另一个特征是这些单个阳性率低的FGs,因种类众多,总的阳性率并不低。血液肿瘤中还有多少尚未被鉴定的FGs,它们的总阳性率有多少,目前尚无明确的答案。大多数具有病理意义的FGs,虽然单个阳性率低,但临床诊断、用药指导和MRD监测意义明确,仍然有实际的检测需求。如FIP1L1-PDGFR阳性的血液肿瘤虽然少见,但对低剂量的酪氨酸激酶抑制剂(TKI)伊马替尼即反应良好[1]。另一方面,即使已经熟知的FGs也可能会因变异型融合转录本而导致常规检测的假阴性结果。如何有效鉴定少见型和变异型FGs为检测方法学和分析能力带来挑战[6,7]

二、技术进展和新发现

随着近年来二代测序(NGS)技术的进展,全基因组测序(WGS)、全外显子组测序(WES)和转录组测序(WTS)技术日渐成熟,并且成本大幅减低。WGS可在基因组水平确定基因断裂和拼接位点,WTS可直接鉴定所表达的异常转录本。WGS和WTS不仅可分析已知的FGs,对于未知的少见型和变异型FGs的鉴定更有独特优势[8,9]。如一项对231例儿童B-ALL的WTS研究中,共在54.1%的患者中鉴定了58种可能致病的FGs,其中31种为新发现的FGs[10]。得益于NGS的推广应用,近年来报道了很多新鉴定的FGs,并且发现了新的血液肿瘤分类模式。

已经被纳入WHO 2016版分类标准的Ph样ALL,是一组首先根据基因表达谱聚类发现的ALL亚型,因其基因表达模式与BCR-ABL1阳性的ALL相似,并且按ALL的常规化疗方案治疗预后高危而命名[11]。这一组患者并无Ph染色体和BCR-ABL1,基因组和转录组研究发现其分子异常具有显著的异质性,但共同特征是有细胞因子受体和激酶信号通路异常活化相关的FGs/基因突变和淋巴细胞发育相关的转录因子异常。Ph样ALL患者常伴非BCR-ABL1的ABL、JAK以及其他激酶家族的FGs,以TEL-ABL1、BCR-JAK2、EBF1-PDGFRB等相对较多。目前已经报道的Ph样ALL中激酶相关的FGs已有数百种,其中很多FGs都只有一两例报道。但Ph样ALL总数可占B-ALL的约20%,而且一旦鉴定有ABL或JAK激酶家族的FGs或突变,患者常可获益于ABL-TKI、JAK-TKI等靶向药。而若不能有效鉴别,这类患者常被划入中危组用常规方案化疗,从而贻误治疗。Ph样ALL由于分子异常的高度异质性,基于常规单个基因异常鉴定的模式很难对其研究和归类。随着组学分析技术的不断发展,使这类疾病的发现和检测技术的应用不断完善。

新近的研究报道[12],7.4%的儿童和成人B-ALL患者有PAX5基因的易位、扩增或非P80R突变,其中有38.5%为PAX5与其他基因发生融合。这些患者具有相似的基因表达谱特征,并且临床表现为高危。Gu等[12]报道了57例PAX5-FGs阳性的患者和24种PAX5伙伴基因,以PAX5-ETV6最为多见(19例),并且各种PAX5-FGs阳性患者的例数分布也呈显著的长尾现象。该研究中PAX5-JAK2阳性的患者(17例)按基因表达谱被聚类到Ph样ALL中,考虑与JAK激酶活化有关。该研究显示PAX5 P80R突变的患者和PAX5-FGs、扩增等其他异常的患者可以分别聚类为两组不同的ALL,这些患者临床表现为中危或高危。

ZNF384基因位于染色体12p13.31,由于位于染色体末端,其易位不易通过核型分析发现。组学研究发现约4.1%的B-ALL患者有ZNF384-FGs,其中TCF3-ZNF384(占总病例的2.4%)最常见[13]。ZNF384-FGs阳性的患者常弱表达CD10、异常表达CD13和(或)CD33。TCF3-ZNF384阳性的患者基因表达谱与其他ZNF384-FGs的患者相似,与TCF3-PBX1阳性以及ZNF384-FGs阴性的ALL显著不同。但与EP300-ZNF384阳性的ALL不同,TCF3-ZNF384阳性的患者发病时白细胞数更高、年龄更小。ZNF384-FGs阳性的ALL患者对激素治疗反应差,并且易复发,部分患者伴RAS基因突变。另一项研究报道ZNF384-FGs阳性的患者中ZNF384基因活性增加,并且CLCF1和BTLA的表达显著上调[10]。其中组蛋白乙酰转移酶基因EP300和CREBBP与ZNF384融合的患者具有共同的特征:这两个FGs阳性导致组蛋白赖氨酸甲基转移酶活性的缺乏,以及白血病细胞对组蛋白去乙酰化酶抑制剂更敏感。因此认为EP300-ZNF384和CREBBP-ZNF384阳性的ALL主要导致表观遗传学失调,并且可以作为潜在的治疗靶点。这两项研究显示ZNF384-FGs阳性的ALL具有特征性的免疫表型,可聚类为B-ALL的一个亚型,但具体的临床治疗和预后还受伙伴基因的影响。

新报道的一项对17例儿童MEF2D-FGs患者(16例ALL,1例淋巴瘤)的研究中[14],报道儿童B-ALL患者中MEF2D-FGs阳性率约为2.4%,主要为MEF2D-BCL9(10例)和MEF2D-HNRNPUL1(6例),另有1例MEF2D-HNRNPH1。MEF2D-FGs阳性的患者主要表现为胞浆μ链阳性的pre-B-ALL表型,常异常表达CD5。GATA3基因过表达是其特征之一,约50%伴PHF6基因突变。MEF2D-FGs阳性的儿童B-ALL患者年龄较大(中位年龄9岁),诊断时白细胞计数更高,多表现为高危。虽然对激素治疗有反应,但约半数会复发及死亡,预后差,复发时常伴CDKN2A/CDKN2B基因缺失。研究认为MEF2D-FGs阳性的患者可作为B-ALL一个独特的分型,具有特征性的免疫表型和基因表达特征,并且预后差。同样,在Hirabayashi等[13]的研究中,MEF2D-FGs阳性的ALL在基因表达谱水平也被清晰地聚类为一组。

三、以"融合基因家族"分类和认知FGs

结合已报道的FGs发生率和病理意义特征,我们在此提出融合基因家族(fusion gene family,FG-FM)的概念,指其中一个融合伙伴固定,另一个伙伴具有多样性的FGs的集合。一方面,在血液肿瘤中已报道的单个FG已有很多,而且理论上随时可能会有新的FGs被鉴定,因此对其功能、致病机制和检测方法的选择等经常让人感到困惑。另一方面,其中一个伙伴相同的FGs相当常见,具有家族聚集现象。而且同一家族的FGs在致病性方面常有相同或相似之处,这些患者也具有相近的临床特征和治疗转归。因此以FG-FM的形式分类FGs,有利于更清晰地理解其病理意义,提高对相关疾病分类模式的认知。

目前在血液肿瘤中已被系统研究和报道的一大融合基因家族是KMT2A-FM[15]。KMT2A基因编码一种赖氨酸甲基转移酶,因最早在血液肿瘤中发现与其他多种基因形成FGs而被研究。因该基因的融合可见于AML、ALL和急性混合细胞白血病,因此又名为混合系白血病基因(mixed lineage leukemia,MLL)。KMT2A-FM家族成员庞大,部分FGs具有系别偏好性,如KMT2A-ELL几乎只见于AML,KMT2A-AFF1较多见于ALL,而KMT2A-MLLT3较多见于婴幼儿ALL和儿童及成人AML。新的少见的KMT2A-FGs不断有报道,Meyer等[15]于2017年报道在2 345例KMT2A-FGs阳性的急性白血病中又鉴定了11种新伙伴基因。他们总结共有94个伙伴基因和135种KMT2A-FGs已被报道,其中只有35个伙伴基因有两个或以上病例被报道,而最常见的9种KMT2A-FGs占所有KMT2A-FGs的90%以上。因此KMT2A-FM成员发生率的分布也呈显著的长尾特征。

因KMT2A的伙伴基因众多,完全统计有一定的困难,尚未被报道但现实存在的伙伴基因肯定还有更多。由于长尾效应,临床时常会遇到KMT2A所在的11q23易位,但常见KMT2A-FGs阴性的患者。这些患者中KMT2A的伙伴基因既可能是已报道过的少见基因,也可能是尚未报道过的新基因。也应留意染色体核型分析看到的11q23易位,更少见的情况下,也可能累及的是位于该区带的ZBTB16或其他基因,而非KMT2A。

血液肿瘤中另一个已报道有比较多伙伴基因的是PDGFRB-FM。在WHO 2016版血液肿瘤分类标准中已记录有30种PDGFRB-FGs,以TEL-PDGFRB最多见[1]。即使WHO 2016版已列出的PDGFRB-FGs,其中一些到目前也仅见于个例报道。PDGFRB-FGs主要见于慢性血液肿瘤,阳性的患者可被诊断为"伴PDGFRB-FG阳性的髓系或淋系肿瘤",这些患者常会伴嗜酸细胞增多,并且对伊马替尼等ABL1-TKI治疗有效[1]。PDGFRB-FGs还见于Ph样ALL,这些患者也可能获益于ABL1-TKI治疗[1,10]

按照FG-FM的概念归类,并结合新近的文献报道[10,11,12,13,14,15],WHO 2016版分类标准中明确列出的112种FGs中的97种可以归类于KMTA-FM、JAK2-FM、PDGFRA-FM、PDGFRB-FM等13个FG-FMs,仅有CBFB-MYH11、ETV6-RUNX1等15种FGs没有明显的家族聚集现象[1,2]。这些FG-FMs中可涵盖的FGs的数目远远超过WHO 2016版分类标准中所列的单个FG。根据目前已报道的融合基因的特征,可以预期虽然单个FGs的种类理论上还会有很多,但总的FG-FMs的数量是有限的。

四、FGs检测和应用的新挑战

虽然基因组学分析提供了鉴定FGs的通用工具,但现阶段还存在较高的实验成本和分析门槛。目前WTS测序平台主要使用Illumina公司的NovaSeq、HiSeq和NextSeq等系列第二代基因测序仪,测序得到的是超高通量的短片段基因序列,分析时需要大量的序列比对和拼接。目前用于转录组数据FGs分析的生物信息软件包主要有EricScript、JAFFA、FusionCatcher和TopHat-fusion等,不同的分析软件的比对算法和参数有差异,常需要结合使用多种软件以达到更佳的灵敏度和准确性[16]。基因组测序会带来很多背景序列,WGS和WTS数据分析时都可能看到很多异常的拼接序列,但不是所有异常拼接都具有关键的病理意义[10]。如何从大量背景序列中有效地分析和锁定关键的FG序列,对分析人员的专业知识和分析能力都是很大的挑战。另外也应注意避免因方法学或分析流程导致的假阴性,假阳性结果还可以通过进一步的分析和(或)验证予以排除,而假阴性结果常导致漏检。

近年来逐渐成熟的以Oxford Nanopore技术为代表的第三代基因测序的特点是单分子和长读长测序,可以实现快速的转录本全长测序,其长读长的特点更有利于转录异构体和FGs的分析。在近期发表的一项将Oxford Nanopore技术用于血液肿瘤FGs分析的报道中,在测序开始的15 min内即可鉴定存在BCR-ABL1阳性,全部实验流程不超过24 h[17]。而且转录本长读长甚至全长测序减低了生物信息分析的难度,并有助于鉴定复杂的结构变异,如嵌合型的FGs[8]

大多数情况下,有共同伙伴基因的FGs之间有相近或相似的病理特性。如ABL和JAK家族的基因同属于激酶基因,因此ABL-FGs和JAK-FGs的ALL在基因表达谱和临床特征方面都可归类为同一组疾病(即Ph样ALL),但又因为它们存在区别而分别对不同的TKI有效[1]。由于PDGFRA和ABL1蛋白结构上的同源性,很小剂量的ABL1-TKI药物伊马替尼等对具有PDGFRA-FGs的患者有显著疗效[1]。了解这些基因和基因的特点并结合FG-FM的概念,有助于对新鉴定的FGs功能的推测和研究。但也应注意伙伴基因对FGs功能和病理意义的影响,以及当一些家族之间存在交叉现象时,对FGs主要家族的归类和理解。如PAX5-JAK2阳性的ALL的基因表达谱和临床表现可能更多呈现为Ph样ALL,因此更应归类于JAK2家族,而非PAX5家族[12]

绝大多数具有病理意义的FGs可以作为稳定的治疗后监测MRD的分子指标,血液肿瘤中最多见的BCR-ABL1的定量标准化工作已经开展了十余年,但仍有很多问题亟待解决[18,19]。对于单个少见、甚至罕见(只报道过少数几例或1例患者)但又种类繁多的FGs,如何有效设计和应用适合的检测方案,以及如何做定量检测的标准化等问题都需进一步有效解决。对于罕见的FGs的定量检测,要求使用国际溯源标准品的模式可能并不现实。新的数字PCR技术可以实现不依赖标准品的精确定量,但仍需要针对每种FG设计特定的检测方案,难以有效应用于发生率较低的FGs[20]

基因组学分析技术提供了新的强大工具,帮助我们解析更多患者的FGs,明确其主要分子病因。对FGs的全面和深入的研究甚至还带来疾病分类方面的革新,对于研究疾病和改善临床治疗都有积极的意义。FG-FM的概念则从FGs的功能聚类和致病规律方面简化了对FGs的认知和理解,让我们可以清晰地认识和归纳不断被鉴定的FGs。WTS帮助全面解析FGs的同时也带来一些新的挑战,仍需要研究者们继续努力,以促进FGs指标的正确和有效临床应用。

利益冲突
利益冲突

所有作者均声明不存在利益冲突

参考文献
[1]
ArberDA, OraziA, HasserjianR, et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia[J]. Blood, 2016, 127(20): 2391-2405. DOI: 10.1182/blood-2016-03-643544.
[2]
SwerdlowSH, CampoE, PileriSA, et al. The 2016 revision of the World Health Organization classification of lymphoid neoplasms[J]. Blood,2016,127(20):2375-2390. DOI: 10.1182/blood-2016-01-643569.
[3]
刘红星朱平张英,.聚合酶链反应阵列同时定量检测37种白血病融合基因[J].中华医学杂志, 2007, 87(8): 526-532.DOI: 10.3760/j.issn:0376-2491.2007.08.007.
[4]
ChenX, WangF, ZhangY, et al. Panoramic view of common fusion genes in a large cohort of Chinese de novo acute myeloid leukemia patients[J]. Leuk Lymphoma, 2019, 60(4): 1071-1078. DOI: 10.1080/10428194.2018.1516876.
[5]
ChenX, WangF, ZhangY, et al. Retrospective analysis of 36 fusion genes in 2, 479 Chinese patients of de novo acute lymphoblastic leukemia[J]. Leuk Res, 2018, 72: 99-104. DOI: 10.1016/j.leukres.2018.08.009.
[6]
刘红星曹星玉童春容,.伊马替尼治疗变异型BCR/ABL融合基因阳性的急性混合细胞白血病[J].中华医学杂志, 2009,89(4):220-223.
[7]
刘红星朱平. BCR-ABL融合基因综合检测策略及临床应用注意事项[J].中华临床医师杂志(电子版), 2008, 2(7): 826-831. DOI:10.3969/j.issn.1674-0785.2008.07.017.
[8]
ChenX, WangF, ZhangY,et al. A novel NPM1-RARG-NPM1 chimeric fusion in acute myeloid leukemia resembling acute promyelocytic leukemia but resistant to all-trans retinoic acid and arsenic trioxide[J]. Br J Cancer, 2019,120(11):1023-1025. DOI: 10.1038/s41416-019-0456-z.
[9]
IkedaJ, ShibaN, TsujimotoSI, et al. Whole transcriptome sequencing reveals a KMT2A-USP2 fusion in infant acute myeloid leukemia[J]. Genes Chromosomes Cancer, 2019,58(9): 669-672.DOI: 10.1002/gcc.22751.
[10]
QianM, ZhangH, KhamSK, et al. Whole-transcriptome sequencing identifies a distinct subtype of acute lymphoblastic leukemia with predominant genomic abnormalities of EP300 and CREBBP[J]. Genome Res,2017,27(2):185-195. DOI: 10.1101/gr.209163.116.
[11]
张阳刘红星. Ph样急性淋巴细胞白血病的分子遗传学进展:第56届美国血液学会年会报道[J].白血病·淋巴瘤, 2015, 24(2): 74-78. DOI: 10.3760/cma.j.issn.1009-9921.2015.02.003.
[12]
GuZ, ChurchmanML, RobertsKG, et al. PAX5-driven subtypes of B-progenitor acute lymphoblastic leukemia[J]. Nat Genet,2019,51(2):296-307. DOI: 10.1038/s41588-018-0315-5.
[13]
HirabayashiS, OhkiK, NakabayashiK, et al. ZNF384-related fusion genes define a subgroup of childhood B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia with a characteristic immunotype[J]. Haematologica, 2017, 102(1): 118-129. DOI: 10.3324/haematol.2016.151035.
[14]
OhkiK, KiyokawaN, SaitoY, et al. Clinical and molecular characteristics of MEF2D fusion-positive B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia in childhood, including a novel translocation resulting in MEF2D-HNRNPH1 gene fusion[J]. Haematologica, 2019, 104(1): 128-137. DOI: 10.3324/haematol.2017.186320.
[15]
MeyerC, BurmeisterT, GrögerD, et al. The MLL recombinome of acute leukemias in 2017[J]. Leukemia, 2018, 32(2):273-284. DOI: 10.1038/leu.2017.213.
[16]
HynstJ, PlevovaK, RadovaL, et al. Bioinformatic pipelines for whole transcriptome sequencing data exploitation in leukemia patients with complex structural variants[J]. Peer J, 2019,7:e7071. DOI: 10.7717/peerj.7071.
[17]
JeckWR, LeeJ, RobinsonH, et al. A nanopore sequencing-based assay for rapid detection of gene fusions[J].J Mol Diagn, 2019, 21(1): 58-69. DOI: 10.1016/j.jmoldx.2018.08.003.
[18]
CrossNC, WhiteHE, ErnstT, et al. Development and evaluation of a secondary reference panel for BCR-ABL1 quantification on the International Scale[J]. Leukemia, 2016, 30(9):1844-1852. DOI: 10.1038/leu.2016.90.
[19]
PfeiferH, CazzanigaG, van der VeldenVHJ, et al. Standardisation and consensus guidelines for minimal residual disease assessment in Philadelphia-positive acute lymphoblastic leukemia (Ph+ALL) by real-time quantitative reverse transcriptase PCR of e1a2 BCR-ABL1[J]. Leukemia, 2019,33(8):1910-1922.DOI: 10.1038/s41375-019-0413-0.
[20]
DogliottiI, DrandiD, GenuardiE, et al. New molecular technologies for minimal residual disease evaluation in B-cell lymphoid malignancies[J]. J Clin Med, 2018, 7(9): 288. DOI: 10.3390/jcm7090288.
 
 
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