综述
外泌体在脓毒症相关急性肾损伤中作用的研究进展
中华医学杂志, 2022,102(17) : 1318-1322. DOI: 10.3760/cma.j.cn112137-20211115-02549
摘要

脓毒症是一种起病急、死亡率高的严重疾病,急性肾损伤(AKI)是脓毒症患者常见并发症,目前脓毒症相关AKI(S-AKI)的具体发病机制尚不完全清楚,临床上还缺乏特异性诊断和治疗方法。外泌体是具有脂质双层结构并携带多种信号分子的囊泡,在脓毒症及S-AKI中起重要作用。本文简要描述了外泌体在S-AKI中的参与机制,介绍了外泌体作为新型生物标志物的潜在应用价值及其在S-AKI治疗中的进展,并对现存的一些问题进行分析和展望。

引用本文: 陈燎, 师群航, 马莉. 外泌体在脓毒症相关急性肾损伤中作用的研究进展 [J] . 中华医学杂志, 2022, 102(17) : 1318-1322. DOI: 10.3760/cma.j.cn112137-20211115-02549.
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脓毒症是重症监护病房(intensive care unit,ICU)里患者死亡的主要原因之一,定义为严重感染引起的宿主反应失调导致的致命性器官功能障碍1,急性肾损伤(acute kidney injury,AKI)是最常见也是最严重的并发症之一,既往多中心研究发现,ICU中脓毒症患者有39.4%~53.2%会发生AKI2,两者组合协同地将患者病死率提升至50%以上3,死亡风险随AKI严重程度的增加而提高4。脓毒症相关AKI(sepsis-associated AKI,S-AKI)的发作及肾脏恢复情况也与之后慢性肾脏病(chronic kidney disease,CKD)的发生风险相关5

S-AKI的发病机制复杂,目前尚未完全阐明,且常用的传统监测方法,如尿常规、尿生化和尿量监测都有一定的时间滞后性6;而肾损伤相关的早期生物标志物,例如中性粒细胞明胶酶相关脂质运载蛋白(neutrophil gelatinase-associated lipocalin,NGAL),尚未显示有助于更好或更成功地早期诊断,临床效用有限57。更令人担忧的是,除了启动肾脏替代疗法(renal replacement therapy,RRT)等支持性措施外,仍缺乏有效的S-AKI治疗方法8。因此,S-AKI病理机制、早期诊断和治疗手段亟待进一步研究。

随着对S-AKI的不断深入研究,外泌体进入大众视野。外泌体是直径为30~100 nm的囊泡,作为细胞间的通讯媒介,内含多种具有生物活性的遗传物质(如mRNA、miRNA、lncRNA等)和蛋白质信号分子,这些物质通过外泌体被转运到周围或远处的细胞组织,参与免疫调节、止血、血管完整性和组织再生等多种生理病理过程,影响肾脏的发育及功能作用9。从根本上说,生物体内的所有细胞都会生成释放外泌体,这些外泌体在各种体液(包括尿液和血液)中都能被检测到,外泌体通过靶向效应细胞在肾脏病理生理学中发挥的调节作用以及作为S-AKI的新型生物标志物和新疗法已经受到广泛关注。

一、外泌体作为S-AKI发病机制的参与者

随亲代细胞和刺激因素的不同从而外泌体装载的功能性货物也不同,最终导致外泌体的功能差异。因此,外泌体在脓毒症和S-AKI发生发展中的作用并非一成不变。

1.作为战斗载体的外泌体:自噬(autophagy)在S-AKI中的作用尚无统一结论,其不仅涉及细胞内成分的分解和再循环,还是一种针对微生物挑战的先天免疫防御机制,更多的研究倾向于认为自噬不仅能促进抗原递呈、调节炎症反应以及去除受损的蛋白质和细胞器,还能直接清除细胞质中存在的病原体,启动针对微生物感染的细胞保护机制,从而发挥对S-AKI的保护作用10。而自噬与外泌体涉及共享的分子机制或细胞器从而出现外泌体-自噬串扰11,这种串扰在宿主细胞-病原体战斗中具有重要意义。

具体来说,病原体入侵后,除免疫细胞有专门的系统来处理病原体外,其实所有细胞都有保护自己的能力,启动自噬是细胞对微生物病原体的主要防御机制,包括将入侵者吞入自噬体,然后将自噬体与溶酶体融合,其内的低pH值环境有助于酶降解病原体12

病原体则利用外泌体逃避自噬降解并增强自身感染性:一方面装载了病原体蛋白及功能性miRNAs的外泌体能穿梭在细胞间,增强病原体致病性或免疫逃逸能力,从而传播感染13。另一方面病原体通过这些小囊泡直接渗透至宿主细胞并通过中和溶酶体避免自身被自噬降解,从内部禁用宿主细胞武器14。当然宿主细胞感知到溶酶体功能障碍后,也会反过来利用自身分泌的外泌体包裹细菌从而驱逐入侵的细菌15。这场病原体与宿主间基于外泌体的战斗可能并非是终点,还有很多问题仍未解决,如病原体通过外泌体排出后下一步动向是跟随体液排出,还是可以利用外泌体扩散,或者细胞是否有可能向更深的细胞层分泌装载细菌的外泌体,导致隐匿感染或感染扩散/持续存在。

2.参与炎症、细胞焦亡及凝血相关过程的外泌体:除了作为战斗载体,外泌体还参与免疫炎症反应的调控。首先外泌体可以诱导细胞释放细胞因子和趋化因子,并将趋化因子受体转移到靶细胞从而介导炎症发生16, 17;其次外泌体通过在细胞之间转移RNA以调控炎症反应,研究表明外泌体miR-146a和miR-155可在免疫细胞之间转移,外泌体miR-146a抑制内毒素诱导的炎症,而miR-155却会加重炎症反应18;最后外泌体可通过调控促炎介质和抗炎介质的释放来调节免疫应答19, 20

巨噬细胞是脓毒症和S-AKI病程中最重要的白细胞种类之一,不同的巨噬细胞表型在其中做出的贡献也不同。在脓毒症早期,巨噬细胞主要分化为促炎性M1表型,其上调促炎性介质的表达并对肾髓质外层的近端肾小管造成损伤;随着疾病的进展,巨噬细胞由M1表型转变为抗炎性M2表型,后者通过释放抗炎介质以及促进肾小管上皮细胞的再生对肾脏起到保护作用21, 22。这两种表型的巨噬细胞衍生的外泌体也表现出相应的效益,M1表型来源的外泌体上调白细胞介素(interleukin,IL)1β和IL‐18生成释放以及焦亡相关蛋白的表达从而促进细胞焦亡的发生,而M2表型衍生的外泌体则下调IL‐1β和IL‐18以及焦亡相关蛋白的表达导致细胞焦亡受到抑制。这种不同巨噬细胞表型在S-AKI中表现出截然不同作用的分子机制可能是它们衍生外泌体所装载的miRNA有差异,因为巨噬细胞可以通过外泌体miRNA介导细胞间的生物学信息传递发挥作用,例如miR-93-5p,其在M2表型来源的外泌体中表达水平高于M1表型。而miR-93-5p负调控TXNIP蛋白的表达,TXNIP是硫氧还蛋白系统的内源性抑制剂,是核苷酸结合寡聚化结构域样受体蛋白3(NOD-like receptor protein 3,NLRP3)炎症小体激活所必需的,可激活半胱氨酸天冬氨酸蛋白酶-1(caspase-1)以调节IL-1β和IL-18的生成和分泌并诱导细胞焦亡,也就是说miR-93-5p能显著降低脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)诱导的IL-18、IL-1β和NLRP3表达,这也说明在S-AKI中巨噬细胞M1和M2表型功能的差异与外泌体介导的miR-93-5p/TXNIP轴相关22

除了巨噬细胞外,血小板和内皮细胞衍生的外泌体也发挥了重要作用,其促凝和促炎作用介导S-AKI的发生。首先外泌体可通过其表面暴露的磷脂酰丝氨酸和组织因子启动外源性凝血途径,及其存在的蛋白质二硫键异构酶和Ⅷ因子受体通过激活Ⅻ因子启动内源性凝血途径或通过将花生四烯酸代谢为血栓素A2,有助于凝血激活、血小板聚集和血栓形成23, 24,而弥散性血管内凝血的发生可能与它们引发的凝血系统功能异常有关25。其次在LPS的刺激下,血小板衍生的外泌体诱导血管细胞黏附分子1(vascular cell adhesion molecule-1,VCAM1)的产生,促进单核细胞与内皮细胞的黏附,而内皮细胞衍生的外泌体存在激肽B1受体和IL-8,从而吸引中性粒细胞向内皮细胞募集,这些相互作用最终可能诱导诱发炎症反应的发生23。最后,血小板衍生的外泌体是诱导中性粒细胞释放的中性粒细胞胞外陷阱(neutrophil extracellular traps,NETs)形成的主要介质,NETs的过度形成会导致脓毒症相关器官功能障碍的发生发展26

二、作为新型生物标志物的外泌体

除了参与S-AKI的发生发展外,外泌体还可作为新型生物标志物帮助S-AKI早期诊断。健康者和患有不同疾病的人释放到循环/体液中的外泌体组成(如RNA和蛋白质)是不同的27,因此当前生物标志物的研究趋势大多集中于通过PCR检测外泌体特异性miRNA和蛋白质种类及表达水平,各种数据库为外泌体成分的研究提供了大量资源,包括EV Track、EVPedia、Vesiclepedia和Exocarta28

尿液是外泌体研究中最常用的生物体液,激活转录因子3(activating transcription factor 3,ATF3)是尿液外泌体中的转录因子之一,与脓毒症-非AKI患者和健康志愿者相比,脓毒症-AKI患者的尿液外泌体ATF3(urinary exosomal ATF3,uATF3)水平更高,且uATF3随AKI的加重而明显升高;与尿NGAL(urinary NGAL,uNGAL)相比较,uATF3的受试者工作特征曲线下面积优于uNGAL(84%比64%),且在S-AKI的早期预测诊断中,uATF3与uNGAL的敏感性相当(0.93比0.98),但uATF3比uNGAL表现出更高的特异性(0.85比0.44)29

值得注意的是,尿液中特异性生物分子的外泌体装载形式可能比游离形式更丰富,对 AKI的预测和诊断也更敏感,例如胎球蛋白A,一种与AKI相关的过滤蛋白。在动物模型肾脏形态学损伤发生前,动物尿液中就能检测到外泌体胎球蛋白A,但未能检测到游离形式的胎球蛋白A30,这一发现在合并AKI的ICU患者中也得到验证31。还有其他如Na+/H+交换器异构体332也有望成为S-AKI相关的外泌体生物标志物。

此外外泌体中包含的miRNAs也有一定价值,例如外泌体miR-19b-3p(可调节炎症反应),研究发现LPS诱导的AKI动物模型中肾小管上皮细胞外泌体miR-19b-3p比对照组显著增加了59.7倍,可能作为S-AKI潜在生物标志物933,当然未来还需要更多大量临床研究来完善这个很有前景的体系。

三、作为新型治疗策略的外泌体

1.细胞衍生外泌体:目前已经发现某些细胞衍生的外泌体有特别的治疗作用,尤其是干细胞衍生的外泌体。例如间充质干细胞(mesenchymal stem cells,MSCs)衍生的外泌体与母体干细胞一样有效,MSCs产生和分泌抗凋亡、促有丝分裂和增殖生长因子以及促进血管生成的因子,这些因子可以通过MSCs衍生的外泌体转移到肾小管细胞,抑制肾脏细胞凋亡、促进肾小管细胞增殖和肾脏修复,有逆转AKI和慢性肾损伤的潜力23。脂肪组织来源的MSCs(adipose tissue-derived MSCs,AMSCs)是体外提取外泌体的理想种子细胞,有研究表明其衍生的外泌体一方面能有效缓解脓毒症诱导的全身炎症,抑制肾脏炎症反应及氧化应激,有效保护肾脏免受脓毒症诱导的损伤34,另一方面通过上调SIRT1蛋白显著降低促炎介质表达,抑制肾脏炎症,改善肾功能和组织形态,缓解S-AKI并降低死亡率35。IL-1β预处理的人脐带MSCs外泌体(human umbilical cord mesenchymal stem cell exosome,hucMSC-Ex)含有丰富的miR-146a,外泌体miR-146a转移到巨噬细胞促进M2极化36,如上文所述,该表型对S-AKI起保护作用。Zhang等37进一步发现hucMSC-Ex可通过上调miR-146b从而下调IRAK1的表达水平,抑制核因子κB活性,最终有效缓解S-AKI并提高存活率。简单来说干细胞源性外泌体的保护机制可大致概括为:RNA转移、抑制炎症、调节凋亡、刺激增殖。

除干细胞外,来源于其他细胞类型的外泌体也有此效。例如来源于远程缺血预处理小鼠血清或缺氧/复氧预处理的C2C12细胞(肌管)的外泌体,此类外泌体内含的miR-21能转移到肾小管上皮细胞中,靶向下游的PDCD4/NF-κB和PTEN/AKT通路,抑制炎症和细胞凋亡从而减轻S-AKI38。还有来源于内皮祖细胞的外泌体通过转移miR-126抑制LPS诱导的高迁移率族蛋白框1和VCAM1升高,改善脓毒症小鼠的存活率,减轻肾血管渗漏及脓毒症性肾功能障碍39

2.装载治疗物质的外泌体:除了外泌体自身具备的功能作用外,外泌体还能作为装载治疗物质的载体,作为载体其有多个优点,包括保护装载物免于被降解、分布广泛及体内的半衰期比较长等,保证了治疗物质在体循环和细胞外空间中的稳定性,提高了递送效率40;同时特定的外泌体膜成分有选择性趋化性还能被受体细胞识别,因而可以在外泌体表面安装靶向定位系统(如识别靶抗原的肽或抗体片段)来实现靶向治疗2741, 42

姜黄素可能是S-AKI的潜在治疗剂,其通过抑制NF-κB和JAK2/STAT3信号通路减轻S-AKI43,但姜黄素的溶解性差仍是生物利用中的主要障碍。Sun等44通过将姜黄素封装到EL4细胞来源的外泌体中可提高姜黄素的稳定性、溶解度、生物利用度以及增强向活化单核细胞递送姜黄素的效率,强化了姜黄素在S-AKI中起到的保护作用。

Choi等45通过技术手段生产了一种装载有超阻遏物IκB(super-repressor IκB,srIκB)的免疫抑制性外泌体,srIκB是一种能抑制NF-κB向细胞核转移的IκBα难降解形式,他们发现装载srIκB的外泌体(Exo-srIκBs)通过下调NF-κB的活性有助于减轻脓毒症全身炎症反应、脓毒症诱导的肾脏炎症细胞浸润和肾脏损伤的严重程度,还降低了小鼠的死亡率。

四、外泌体应用的相关问题

外泌体作为一种新型治疗方法仍有许多问题需要进一步探索和解决。首先,S-AKI患者内环境紊乱,且由于肾脏损伤需要更精准的把握治疗方案避免肾脏进一步受损,但目前外泌体的成分、给药方式、作用机制及疗效尚未得到准确的鉴定和定义。

第二,静脉注射外泌体是目前主要给药途径,静脉注射后外泌体最常积聚于肝、肺、脾和肾46,并且肾脏有可能是这些小囊泡的主要清除位点47,这种清除方式对已经出现AKI的脓毒症患者来说是否在一定程度上加重了肾脏负担仍未可知,虽然可以通过外泌体的聚乙二醇化或使用肝脏摄取抑制化学剂来延长外泌体在体内的留存时间48,减缓清除速度从而减少外泌体治疗剂量及相应地减轻药物不良反应,同时缓解机体清除外泌体的压力,但这些方法的毒性和总体益处需要进行更多研究来验证。

第三,目前的技术手段仍有一定限制,一方面大规模批量生产外泌体仍十分困难,尽管最近发现的牛奶可以作为外泌体大量生产的高性价比来源49,但仍需要进一步研究以排除长期使用牛奶外泌体的任何潜在毒性;另一方面则是外泌体的产品安全性,考虑到外泌体和病毒的相似性,还存在分离内源性病毒的风险,并且还缺乏一种充分去除病毒的同时最大化外泌体功能的方法50

最后,在大多数研究中只关注了外泌体的短期疗效,而没有研究远期效益,并且目前仍主要集中于基础研究,外泌体在S-AKI中的临床应用实际上还有很长的路要走,需要大量的临床数据来支持。

综上,外泌体作为细胞间通讯的参与者,通过多种途径参与S-AKI的发生发展,也激发了人们对外泌体作为新型生物标志物及突破性治疗策略的研究热情,并在研究中取得了一定的成果,显示出外泌体作为“新型无创生物标志物”及“无细胞靶向疗法”的可能性。然而,在将基础研究转化为临床应用的过程中,仍然有许多必须保证解决的问题存在,未来的研究也将继续扩展深化对外泌体的认识、理解和应用。

利益冲突
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参考文献
[1]
SingerM, DeutschmanCS, SeymourCW, et al. The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3)[J]. JAMA, 2016, 315(8): 801-810. DOI: 10.1001/jama.2016.0287.
[2]
ZhouY, ZhouF, WangX, et al. Practice of extracorporeal therapies for septic acute kidney injury patients in intensive care units in mainland China[J]. Blood Purif, 2019, 47Suppl 3: 1-6. DOI: 10.1159/000499456.
[3]
FerrèS, DengY, HuenSC, et al. Renal tubular cell spliced X-box binding protein 1 (Xbp1s) has a unique role in sepsis-induced acute kidney injury and inflammation[J]. Kidney Int, 2019, 96(6): 1359-1373. DOI: 10.1016/j.kint.2019.06.023.
[4]
UhelF, Peters-SengersH, FalahiF, et al. Mortality and host response aberrations associated with transient and persistent acute kidney injury in critically ill patients with sepsis: a prospective cohort study[J]. Intensive Care Med, 2020, 46(8): 1576-1589. DOI: 10.1007/s00134-020-06119-x.
[5]
BellomoR, KellumJA, RoncoC, et al. Acute kidney injury in sepsis[J]. Intensive Care Med, 2017, 43(6): 816-828. DOI: 10.1007/s00134-017-4755-7.
[6]
BagshawSM, BennettM, DevarajanP, et al. Urine biochemistry in septic and non-septic acute kidney injury: a prospective observational study[J]. J Crit Care, 2013, 28(4): 371-378. DOI: 10.1016/j.jcrc.2012.10.007.
[7]
PeerapornratanaS, Manrique-CaballeroCL, GómezH, et al. Acute kidney injury from sepsis: current concepts, epidemiology, pathophysiology, prevention and treatment[J]. Kidney Int, 2019, 96(5): 1083-1099. DOI: 10.1016/j.kint.2019.05.026.
[8]
KellumJA, BellomoR, RoncoC. Kidney attack[J]. JAMA, 2012, 307(21): 2265-2266. DOI: 10.1001/jama.2012.4315.
[9]
ThongboonkerdV. Roles for exosome in various kidney diseases and disorders[J]. Front Pharmacol, 2019, 10: 1655. DOI: 10.3389/fphar.2019.01655.
[10]
YinX, XinH, MaoS, et al. The role of autophagy in sepsis: protection and injury to organs[J]. Front Physiol, 2019, 10: 1071. DOI: 10.3389/fphys.2019.01071.
[11]
XuJ, CamfieldR, GorskiSM. The interplay between exosomes and autophagy-partners in crime[J]. J Cell Sci, 2018, 131(15): jcs215210. DOI: 10.1242/jcs.215210.
[12]
LevineB, MizushimaN, VirginHW. Autophagy in immunity and inflammation[J]. Nature, 2011, 469(7330): 323-335. DOI: 10.1038/nature09782.
[13]
HassanpourM, RezabakhshA, RezaieJ, et al. Exosomal cargos modulate autophagy in recipient cells via different signaling pathways[J]. Cell Biosci, 2020, 10: 92. DOI: 10.1186/s13578-020-00455-7.
[14]
SergeevaOA, Van Der GootFG. Kicking out pathogens in exosomes[J]. Cell, 2015, 161(6): 1241-1242. DOI: 10.1016/j.cell.2015.05.040.
[15]
MiaoY, LiG, ZhangX, et al. A TRP channel senses lysosome neutralization by pathogens to trigger their expulsion[J]. Cell, 2015, 161(6): 1306-1319. DOI: 10.1016/j.cell.2015.05.009.
[16]
SkokosD, Le PanseS, VillaI, et al. Mast cell-dependent B and T lymphocyte activation is mediated by the secretion of immunologically active exosomes[J]. J Immunol, 2001, 166(2): 868-876. DOI: 10.4049/jimmunol.166.2.868.
[17]
SchwabA, MeyeringSS, LepeneB, et al. Extracellular vesicles from infected cells: potential for direct pathogenesis[J]. Front Microbiol, 2015, 6: 1132. DOI: 10.3389/fmicb.2015.01132.
[18]
AlexanderM, HuR, RuntschMC, et al. Exosome-delivered microRNAs modulate the inflammatory response to endotoxin[J]. Nat Commun, 2015, 6: 7321. DOI: 10.1038/ncomms8321.
[19]
MesriM, AltieriDC. Endothelial cell activation by leukocyte microparticles[J]. J Immunol, 1998, 161(8): 4382-4387.
[20]
GasserO, SchifferliJA. Activated polymorphonuclear neutrophils disseminate anti-inflammatory microparticles by ectocytosis[J]. Blood, 2004, 104(8): 2543-2548. DOI: 10.1182/blood-2004-01-0361.
[21]
LiX, MuG, SongC, et al. Role of M2 macrophages in sepsis-induced acute kidney injury[J]. Shock, 2018, 50(2): 233-239. DOI: 10.1097/shk.0000000000001006.
[22]
JuanCX, MaoY, CaoQ, et al. Exosome-mediated pyroptosis of miR-93-TXNIP-NLRP3 leads to functional difference between M1 and M2 macrophages in sepsis-induced acute kidney injury[J]. J Cell Mol Med, 2021, 25(10): 4786-4799. DOI: 10.1111/jcmm.16449.
[23]
KarpmanD, StåhlAL, ArvidssonI. Extracellular vesicles in renal disease[J]. Nat Rev Nephrol, 2017, 13(9): 545-562. DOI: 10.1038/nrneph.2017.98.
[24]
StåhlAL, JohanssonK, MossbergM, et al. Exosomes and microvesicles in normal physiology, pathophysiology, and renal diseases[J]. Pediatr Nephrol, 2019, 34(1): 11-30. DOI: 10.1007/s00467-017-3816-z.
[25]
AndersonHC, MulhallD, GarimellaR. Role of extracellular membrane vesicles in the pathogenesis of various diseases, including cancer, renal diseases, atherosclerosis, and arthritis[J]. Lab Invest, 2010, 90(11): 1549-1557. DOI: 10.1038/labinvest.2010.152.
[26]
JiaoY, LiW, WangW, et al. Platelet-derived exosomes promote neutrophil extracellular trap formation during septic shock[J]. Crit Care, 2020, 24(1): 380. DOI: 10.1186/s13054-020-03082-3.
[27]
BarileL, VassalliG. Exosomes: therapy delivery tools and biomarkers of diseases[J]. Pharmacol Ther, 2017, 174: 63-78. DOI: 10.1016/j.pharmthera.2017.02.020.
[28]
BielskaE, BirchPRJ, BuckAH, et al. Highlights of the mini-symposium on extracellular vesicles in inter-organismal communication, held in Munich, Germany, August 2018[J]. J Extracell Vesicles, 2019, 8(1): 1590116. DOI: 10.1080/20013078.2019.1590116.
[29]
PanichT, ChancharoenthanaW, SomparnP, et al. Urinary exosomal activating transcriptional factor 3 as the early diagnostic biomarker for sepsis-induced acute kidney injury[J]. BMC Nephrol, 2017, 18(1): 10. DOI: 10.1186/s12882-016-0415-3.
[30]
ZhouH, PisitkunT, AponteA, et al. Exosomal fetuin-A identified by proteomics: a novel urinary biomarker for detecting acute kidney injury[J]. Kidney Int, 2006, 70(10): 1847-1857. DOI: 10.1038/sj.ki.5001874.
[31]
PisitkunT, ShenRF, KnepperMA. Identification and proteomic profiling of exosomes in human urine[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2004, 101(36): 13368-13373. DOI: 10.1073/pnas.0403453101.
[32]
Du CheyronD, DaubinC, PoggioliJ, et al. Urinary measurement of Na+/H+exchanger isoform 3 (NHE3) protein as new marker of tubule injury in critically ill patients with ARF[J]. Am J Kidney Dis, 2003, 42(3): 497-506. DOI: 10.1016/s0272-6386(03)00744-3.
[33]
LvLL, FengY, WuM, et al. Exosomal miRNA-19b-3p of tubular epithelial cells promotes M1 macrophage activation in kidney injury[J]. Cell Death Differ, 2020, 27(1): 210-226. DOI: 10.1038/s41418-019-0349-y.
[34]
ChangCL, SungPH, ChenKH, et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell-derived exosomes alleviate overwhelming systemic inflammatory reaction and organ damage and improve outcome in rat sepsis syndrome[J]. Am J Transl Res, 2018, 10(4): 1053-1070.
[35]
GaoF, ZuoB, WangY, et al. Protective function of exosomes from adipose tissue-derived mesenchymal stem cells in acute kidney injury through SIRT1 pathway[J]. Life Sci, 2020, 255: 117719. DOI: 10.1016/j.lfs.2020.117719.
[36]
SongY, DouH, LiX, et al. Exosomal miR-146a contributes to the enhanced therapeutic efficacy of interleukin-1β-primed mesenchymal stem cells against sepsis[J]. Stem Cells, 2017, 35(5): 1208-1221. DOI: 10.1002/stem.2564.
[37]
ZhangR, ZhuY, LiY, et al. Human umbilical cord mesenchymal stem cell exosomes alleviate sepsis-associated acute kidney injury via regulating microRNA-146b expression[J]. Biotechnol Lett, 2020, 42(4): 669-679. DOI: 10.1007/s10529-020-02831-2.
[38]
PanT, JiaP, ChenN, et al. Delayed remote ischemic preconditioning confersrenoprotection against septic acute kidney injury via exosomal miR-21[J]. Theranostics, 2019, 9(2): 405-423. DOI: 10.7150/thno.29832.
[39]
ZhouY, LiP, GoodwinAJ, et al. Exosomes from endothelial progenitor cells improve the outcome of a murine model of sepsis[J]. Mol Ther, 2018, 26(5): 1375-1384. DOI: 10.1016/j.ymthe.2018.02.020.
[40]
PangH, LuoS, XiaoY, et al. Emerging roles of exosomes in T1DM[J]. Front Immunol, 2020, 11: 593348. DOI: 10.3389/fimmu.2020.593348.
[41]
HoshinoA, Costa-SilvaB, ShenTL, et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis[J]. Nature, 2015, 527(7578): 329-335. DOI: 10.1038/nature15756.
[42]
李一鸣, 祝媛, 张婧, . 脓毒症与急性肾损伤[J]. 中华医学杂志, 2021, 101(17): 1210-1213. DOI: 10.3760/cma.j.cn112137-20201201-03232.
[43]
ZhuH, WangX, WangX, et al. Curcumin attenuates inflammation and cell apoptosis through regulating NF-κB and JAK2/STAT3 signaling pathway against acute kidney injury[J]. Cell Cycle, 2020, 19(15): 1941-1951. DOI: 10.1080/15384101.2020.1784599.
[44]
SunD, ZhuangX, XiangX, et al. A novel nanoparticle drug delivery system: the anti-inflammatory activity of curcumin is enhanced when encapsulated in exosomes[J]. Mol Ther, 2010, 18(9): 1606-1614. DOI: 10.1038/mt.2010.105.
[45]
ChoiH, KimY, MirzaaghasiA, et al. Exosome-based delivery of super-repressor IκBα relieves sepsis-associated organ damage and mortality[J]. Sci Adv, 2020, 6(15): eaaz6980. DOI: 10.1126/sciadv.aaz6980.
[46]
YiYW, LeeJH, KimSY, et al. Advances in analysis of biodistribution of exosomes by molecular imaging[J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(2): 665. DOI: 10.3390/ijms21020665.
[47]
LiuR, LiX, ZhuW, et al. Cholangiocyte-derived exosomal long noncoding RNA H19 promotes hepatic stellate cell activation and cholestatic liver fibrosis[J]. Hepatology, 2019, 70(4): 1317-1335. DOI: 10.1002/hep.30662.
[48]
SalunkheS, Dheeraj, BasakM, et al. Surface functionalization of exosomes for target-specific delivery and in vivo imaging & tracking: strategies and significance[J]. J Control Release, 2020, 326: 599-614. DOI: 10.1016/j.jconrel.2020.07.042.
[49]
MunagalaR, AqilF, JeyabalanJ, et al. Bovine milk-derived exosomes for drug delivery[J]. Cancer Lett, 2016, 371(1): 48-61. DOI: 10.1016/j.canlet.2015.10.020.
[50]
ColaoIL, CortelingR, BracewellD, et al. Manufacturing exosomes: a promising therapeutic platform[J]. Trends Mol Med, 2018, 24(3): 242-256. DOI: 10.1016/j.molmed.2018.01.006.
 
 
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