综述
爬行脂肪中的非免疫细胞成分在克罗恩病发生发展中的作用
中华炎性肠病杂志(中英文), 2023,07(4) : 351-354. DOI: 10.3760/cma.j.cn101480-20221209-00199
摘要

克罗恩病(CD)炎性肠段外肥厚增生并包绕肠周超过50%肠系膜脂肪被称为爬行脂肪。目前对爬行脂肪的研究多集中于免疫细胞和易位细菌的作用。而其中大量的非免疫细胞成分,即脂肪干细胞、脂肪细胞、内皮细胞和成纤维细胞等的作用常被忽视。随着这些细胞参与CD发病的证据不断增多,对其调节免疫稳态和炎症的机制均有了新的认识。本文重点综述爬行脂肪中非免疫细胞成分作用的最新研究进展,以完善CD的发病机制和探索CD基于肠系膜治疗的新策略。

引用本文: 王永恒, 舒伟刚, 李传顶, 等.  爬行脂肪中的非免疫细胞成分在克罗恩病发生发展中的作用 [J] . 中华炎性肠病杂志(中英文), 2023, 07(4) : 351-354. DOI: 10.3760/cma.j.cn101480-20221209-00199.
参考文献导出:   Endnote    NoteExpress    RefWorks    NoteFirst    医学文献王
扫  描  看  全  文

正文
作者信息
基金 0  关键词  0
English Abstract
评论
阅读 0  评论  0
相关资源
引用 | 论文 | 视频

版权归中华医学会所有。

未经授权,不得转载、摘编本刊文章,不得使用本刊的版式设计。

除非特别声明,本刊刊出的所有文章不代表中华医学会和本刊编委会的观点。

克罗恩病(Crohn′s disease,CD)是一种累及全消化道的慢性透壁性炎症性肠病(inflammatory bowel disease,IBD),其发病机制尚未完全阐明。目前认为遗传因素、环境因素、肠道菌群以及免疫调节紊乱共同参与其中[1]。除了肠道病变外,Crohn医生于1932年首次描述CD患者炎性肠段外肥厚增生的肠系膜脂肪组织(mesenteric adipose tissue,MAT),并将其命名为"爬行脂肪(creeping fat)"[2]。爬行脂肪通常包绕超过50%以上周径的炎性回肠,并与肠道并发症如狭窄、穿孔和肠瘘有关[2,3]。临床观察到接受结直肠切除术的CD患者中,采用广泛肠系膜切除者较限制性肠系膜切除者的术后复发率显著下降,提示爬行脂肪与CD的发生发展之间存在着密切关系[4]

爬行脂肪中除了存在以巨噬细胞和T细胞浸润为主的免疫细胞外,还存在大量的非免疫细胞成分,主要包括脂肪干细胞(adipose-derived stem cells,ADSC)、脂肪细胞、血管内皮细胞(vascular endothelial cells,VEC)、淋巴管内皮细胞(lymphatic endothelial cells,LEC)和成纤维细胞等。这些细胞成分在爬行脂肪复杂的高脂炎性环境中表现出异常的结构和功能改变。非免疫细胞成分在爬行脂肪形成、免疫调节、抵抗易位细菌及调控肠道炎症的过程中也发挥了重要作用。如爬行脂肪中的ADSC具有更高的增殖和迁移能力[5]。在MAT中占90%的脂肪细胞体积变小,分泌促炎因子增强而成脂能力下降,肠系膜血管明显扩张充血,表现为临床常见的"梳状征"[6,7,8]。负责引流肠道炎性介质、细菌及运输脂质的淋巴管系统出现内皮功能异常、微结构破坏和管腔阻塞等病理改变,导致淋巴液渗漏和免疫细胞积聚,进一步促进肠系膜脂质累积,成为形成爬行脂肪的重要原因[9]。探索爬行脂肪中对非免疫细胞成分的作用与机制,是对明确CD发病机制的补充,并为探索基于肠系膜的治疗策略奠定基础。

一、爬行脂肪中的ADSC

在爬行脂肪的炎性微环境中,ADSC可作为"非专业吞噬细胞"和"抗原呈递细胞"发挥免疫防御和促炎作用[10,11]。相较于正常的ADSC,爬行脂肪中的ADSC具有更强的增殖、侵袭性和吞噬能力[12]。同时糖酵解和脂肪酸氧化代谢的相关基因相应地表达增高,为其活跃的细胞功能提供能量[12,13]。而脂肪形成的标志基因,如瘦素、过氧化物酶体增殖激活受体γ(peroxisome proliferators-activated receptor,PPARγ)、脂肪酸结合蛋白4和脂蛋白脂肪酶均表达下降[12]。在体外,ADSC与大肠杆菌和酵母共培养表现出仅吞噬细菌而不吞噬真菌的独特吞噬现象,提示移位真菌可能具有突破爬行脂肪限制的潜力[12]。作为抗原呈递细胞,爬行脂肪中的ADSC高表达间皮细胞标志基因,如间皮素和Wilm′s肿瘤基因1[14]。抗原呈递相关分子CD86、CD40和人类白细胞抗原-DR(human leukocyte antigen,HLA-DR)的表达也明显升高[14]。这些分子形成共刺激信号,将外源性抗原递送至CD4+ T淋巴细胞并激活它们导致炎症加剧。

爬行脂肪中的ADSC具有调节免疫稳态的能力,包括促进调节性T细胞增殖,增强单核细胞存活率及诱导M2巨噬细胞极化和分泌白细胞介素(interleukin,IL)-10和趋化因子配体(C-C motif chemokine ligand,CCL)-18等[10]。大量炎性因子积聚使ADSC的免疫抑制功能受到损害。从CD患者皮下脂肪组织中分离的ADSC可诱导幼稚T细胞向Th1细胞分化,但抑制M2型巨噬细胞的极化[12]。而从爬行脂肪中分离的CD200+ ADSC可通过分泌GAS6激活巨噬细胞中PI3K/Akt信号通路,诱导其向抗炎的M2型巨噬细胞极化,从而缓解结肠炎症[15]。以上表明爬行脂肪中的ADSC在参与致病和疾病进展中存在复杂机制,仍需进行更多的研究深入揭示其作用。

二、爬行脂肪中脂肪细胞
1.脂肪细胞的代谢异常:

与正常脂肪细胞不同,爬行脂肪中的脂肪细胞常表现为体积缩小而数量增多,被称为"小脂肪细胞"[6]。这些小脂肪细胞可分泌大量促炎因子(如瘦素和IL-6)和抑炎因子(如脂联素和IL-10),与免疫细胞形成复杂的局部免疫应答网络[6,16]。这些细胞同时出现脂质代谢功能紊乱,与健康人和溃疡性结肠炎患者的肠系膜脂肪相比,CD患者爬行脂肪中的游离脂肪酸(free fatty acids,FFA)水平更高,但n-3/n-6多不饱和脂肪酸(polyunsaturated fatty acids,PUFA)的比例降低;参与脂肪合成和脂肪分解有关的酶,如脂肪酸合酶、脂肪甘油三酯脂肪酶和激素敏感脂肪酶的水平明显下降[17,18,19]。近期研究发现爬行脂肪中n-3/n-6 PUFA比例降低是由于脂肪细胞的PPARα调节脂肪酸去饱和酶(fatty acid desaturase,FADS)2活性降低导致的[20]。FADS2作为PUFA生物合成的主要限速酶,可以利用食物中的亚油酸和α亚麻酸合成人体必需的PUFA[20,21]。这些必需多不饱和脂肪酸可作为代谢底物产生活性脂质介质,如前列腺素和白三烯参与炎症调节。因此,爬行脂肪中FADS2活性下降使抗炎脂质(maresin-1和resolvin E1)水平下降而促炎脂质(leukotriene B4和thromboxane B3)增加,最终导致促炎的M1型巨噬细胞极化[20]

2.脂肪细胞的促纤维化作用:

除促炎反应外,爬行脂肪中的脂肪细胞尚具有强烈的促纤维化作用。这些代谢异常的脂肪细胞释放大量游离脂肪酸和促纤维化因子,通过磷酸化肠道肌细胞中p38MAPK、PKC和PI3K等蛋白质引起肠道固有肌层增生和成纤维细胞增殖。研究发现爬行脂肪中功能障碍的脂肪细胞释放大量的溶血磷脂酸,与肠成纤维细胞表面的溶血磷脂酸受体1结合,通过激活转化生长因子(transforming growth factor-beta,TGF)-β/Smad和MAPK/Erk信号通途促进成纤维细胞增殖分化和胶原蛋白合成,最终促进肠道纤维化[22]。因此,爬行脂肪中的脂肪细胞通过释放炎性因子、脂肪因子、游离脂肪酸及活性脂质上行调控肠道炎症。

3.脂肪细胞的棕色化改变:

正常MAT属于白色脂肪组织。近年发现爬行脂肪中的小脂肪细胞出现棕色脂肪标志基因解偶联蛋白-1表达的明显升高,线粒体产热基因表达增加,即转变为米色脂肪出现白色脂肪棕色化的现象[23]。目前对这种现象在疾病发生发展中的作用和具体机制仍有大量未知问题。除脂肪细胞出现棕色化变外,爬行脂肪中的ADSC也表现出棕色化改变,且其程度与CD活动度呈正相关,与定植于爬行脂肪中的致病菌所分泌的琥珀酸水平也密切相关[23]。当大肠杆菌分别与正常脂肪组织来源和CD患者肠系膜来源的ADSC共培养时,仅后者发生棕色化改变,前者只发生炎性反应,提示爬行脂肪中的复杂环境是ADSC发生棕色化变的原因,这种改变可能是机体抵抗炎症的一种保护性措施,促使局部环境向抑炎状态转变,但关于其与肠道炎症的因果关系和具体机制仍不明确[23]

三、爬行脂肪中的血管

既往发现CD病变肠段中可出现微血管功能障碍、微血管密度增加、血管内皮损伤、局灶性动脉炎和动脉阻塞的现象[24]。运用非侵入性工具发现CD患者的肠系膜血流动力学也存在异常,包括血管平均直径和血流量显著增加而阻力指数显著降低[7]。活动期CD患者还表现出特征性的血管改变,如肠系膜血管增粗、扩大和扭曲,呈梳状排列,在影像学称为"梳状征"[25]。因此,建立肠系膜血管血流动力学标准可能对CD的早期发现、疾病状态评估和判断疗效有着积极作用。

爬行脂肪是一种慢性炎症和缺氧的环境,其血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)-A、肿瘤坏死因子(tumor necrosis factor,TNF)-α和缺氧诱导因子-1上调并刺激VEC增殖和促进血管生成[26]。新生VEC表达多种血管黏附分子和趋化因子,进一步从循环系统中募集更多巨噬细胞和中性粒细胞从而加重局部炎症[25]。对爬行脂肪的单细胞测序研究发现,其中存在的一簇VEC亚群(VEC2)可高表达脂蛋白脂肪酶,以及增强的PPARγ转录活性、上调的PPAR信号通路,具有强烈的促血管生成和成脂特性[27]。这些结果表明爬行脂肪中特定的VEC参与了爬行脂肪形成的新机制。

四、爬行脂肪中的淋巴管系统

CD的炎性肠段和爬行脂肪中均存在严重的淋巴管病变,表现为淋巴管扩张、密度增加、淋巴管炎症、淋巴管瓣膜畸形以及三级淋巴组织(tertiary lymphoid organs,TLO)形成[9,28,29]。因此,一些病理学家将CD视为一种"淋巴系统疾病"[30]

1.淋巴管结构改变:

淋巴管内皮细胞的功能和淋巴管生成主要受VEGF-C/VEGFR-3通路调控。IBD中很早就观察到了淋巴管扩张和数目增多、淋巴管炎以及淋巴管功能失调的现象。动物实验发现上调淋巴管生成信号途径VEGF-C/VEGFR-3通路可促进淋巴管生成和淋巴引流,从而减轻小鼠结肠炎症[31,32]。在爬行脂肪中也观察到微淋巴管结构断裂、LEC微结构及紧密连接蛋白(claudin-1、occludin和ZO-1)表达下调而导致淋巴液渗漏于肠系膜组织,进一步刺激脂肪组织增生和促炎细胞因子(如TNF-α、IL-1β和IL-6)释放增加[28]。此外,保证淋巴液定向引流的淋巴管瓣膜结构在爬行脂肪中也出现功能紊乱,导致淋巴液阻塞并回流于肠道[33]。爬行脂肪中淋巴管的泵功能亦被激活的NF-κB-iNOS信号通路所抑制[34]。因此,尽管爬行脂肪中的淋巴管密度增加,但这些功能缺失的淋巴管不但无法有效进行引流,还导致炎性介质和炎性细胞瘀滞在肠道而加重肠道炎症。同时从肠系膜淋巴管中渗漏的脂质和乳糜微粒尽管未影响机体总体脂质的吸收量,却诱发和促进了爬行脂肪的形成[35]

通过单细胞测序技术同样发现爬行脂肪的LEC中,参与淋巴管生成和炎症反应的基因和信号通路上调。LEC显著高表达的CD74基因具有促进内皮细胞增殖和增加管壁通透性的作用。同时CD74可与巨噬细胞迁移抑制因子相互作用,调节单核细胞-内皮黏附和介导炎性损伤。此外,FA结合蛋白5(FA-binding protein,FABP5)基因在爬行脂肪的LEC中也显著高表达,其通过结合FAs激活核内PPAR通路,进一步刺激VEGFR-3表达促进淋巴管生成[27]

2.三级淋巴组织形成:

爬行脂肪的淋巴管系统还存在特殊的淋巴结构,即TLOs。该组织主要位于浆膜下和集合淋巴管畸形的淋巴管瓣膜旁,由不连续的淋巴囊包裹淋巴滤泡和T细胞组成,结果导致免疫细胞和免疫效应分子进出TLO的方式改变,从而发生不可控的免疫反应[36]。TLO常是自身免疫性疾病预后不良的指标[37]。爬行脂肪中的TLO不仅在淋巴引流受损时承担起免疫反应,还改变了淋巴结引流的免疫通讯。

五、爬行脂肪中的成纤维细胞

爬行脂肪的纤维化是细胞外基质过度沉积的结果,而肌成纤维细胞对细胞外基质的产生和重塑至关重要,但其在MAT纤维化中的作用知之甚少。近年通过单细胞测序技术发现爬行脂肪中存在一个新的成纤维细胞亚群,因其高表达GREM1和RFLNB而被定义为炎症相关成纤维细胞[26]。由于其参与了炎症和纤维化相关的Smad磷酸化调控,该群细胞在爬行脂肪形成中呈现出促炎和促纤维化的转化趋势,丰富爬行脂肪中炎症与纤维化机制的理论。

六、总结

随着对CD发病机制的深入研究,人们对CD的认识不再局限于肠道黏膜免疫的机制和肠道病变。肠外爬行脂肪中的非免疫细胞和管腔结构出现的功能异常也参与了爬行脂肪的免疫反应、代谢异常和爬行脂肪的形成,并最终影响肠道炎症的调控。跨过肠壁探索MAT对CD疾病发生发展的影响,是对目前发病机制的丰富与补充,也为未来开辟新的治疗策略奠定了基础。

利益冲突
利益冲突

所有作者均声明不存在利益冲突

参考文献
[1]
LinXXQiuYZhuangXJet al. Intestinal stricture in Crohn′s disease:a 2020 update[J]. J Dig Dis2021227):390-398. DOI:10.1111/1751-2980.13022.
[2]
CrohnBBGinzburgLOppenheimerGD. Regional ileitis;a pathologic and clinical entity[J]. Am J Med1952135):583-590. DOI:10.1016/0002-9343(52)90025-9.
[3]
EderPAdlerMDobrowolskaAet al. The role of adipose tissue in the pathogenesis and therapeutic outcomes of inflammatory bowel disease[J]. Cells201986DOI:10.3390/cells8060628.
[4]
ZhuYQianWHuangLet al. Role of extended mesenteric excision in postoperative recurrence of crohn′s colitis:a single-center study[J]. Clin Transl Gastroenterol20211210):e00407. DOI:10.14309/ctg.0000000000000407.
[5]
MaoRDoyonGGordonIOet al. Activated intestinal muscle cells promote preadipocyte migration:a novel mechanism for creeping fat formation in Crohn′s disease[J]. Gut2022711):55-67. DOI:10.1136/gutjnl-2020-323719.
[6]
ZulianACancelloRMichelettoGet al. Visceral adipocytes:old actors in obesity and new protagonists in Crohn′s disease?[J]. Gut2012611):86-94. DOI:10.1136/gutjnl-2011-300391.
[7]
LeeSSHaHKYangSKet al. CT of prominent pericolic or perienteric vasculature in patients with Crohn′s disease:correlation with clinical disease activity and findings on barium studies[J]. AJR Am J Roentgenol20021794):1029-1036. DOI:10.2214/ajr.179.4.1791029.
[8]
朱明明冉志华.克罗恩病与肠系膜脂肪[J].临床内科杂志2021382):76-79. DOI:10.3969/j.issn.1001-9057.2021.02.002.
ZhuMMRanZH. Crohn′s disease and mesenteric fat[J]. J Clin Intern Med2021382):76-79. DOI:10.3969/j.issn.1001-9057.2021.02.002.
[9]
LiYZhuWZuoLet al. The role of the mesentery in Crohn′s disease:the contributions of nerves,vessels,lymphatics,and fat to the pathogenesis and disease course[J]. Inflamm Bowel Dis2016226):1483-1495. DOI:10.1097/MIB.0000000000000791.
[10]
SerenaCKeiranNCeperuelo-MallafreVet al. Obesity and type 2 diabetes alters the immune properties of human adipose derived stem cells[J]. Stem Cells20163410):2559-2573. DOI:10.1002/stem.2429.
[11]
ShawTJZhangXYHuoZet al. Human peritoneal mesothelial cells display phagocytic and antigen-presenting functions to contribute to intraperitoneal immunity[J]. Int J Gynecol Cancer2016265):833-838. DOI:10.1097/IGC.0000000000000697.
[12]
SerenaCKeiranNMadeiraAet al. Crohn′s disease disturbs the immune properties of human adipose-derived stem cells related to inflammasome activation[J]. Stem Cell Reports201794):1109-1123. DOI:10.1016/j.stemcr.2017.07.014.
[13]
SerenaCMillanMEjarqueMet al. Adipose stem cells from patients with Crohn′s disease show a distinctive DNA methylation pattern[J]. Clin Epigenetics2020121):53. DOI:10.1186/s13148-020-00843-3.
[14]
MadeiraASerenaCEjarqueMet al. Crohn′s disease increases the mesothelial properties of adipocyte progenitors in the creeping fat[J]. Int J Mol Sci2021228):4292. DOI:10.3390/ijms22084292.
[15]
LiangZLiuHXiongLet al. GAS6 from CD200+ adipose-derived stem cells mitigates colonic inflammation in a macrophage-dependent manner[J]. J Crohns Colitis2023172):289-301. DOI:10.1093/ecco-jcc/jjac123.
[16]
Peyrin-BirouletLChamaillardMGonzalezFet al. Mesenteric fat in Crohn′s disease:a pathogenetic hallmark or an innocent bystander?[J]. Gut2007564):577-583. DOI:10.1136/gut.2005.082925.
[17]
WestcottEWindsorAMattacksCet al. Fatty acid compositions of lipids in mesenteric adipose tissue and lymphoid cells in patients with and without Crohn′s disease and their therapeutic implications[J]. Inflamm Bowel Dis2005119):820-827. DOI:10.1097/01.mib.0000179213.80778.9a.
[18]
MaoRKuradaSGordonIOet al. The mesenteric fat and intestinal muscle interface:creeping fat influencing stricture formation in Crohn′s disease[J]. Inflamm Bowel Dis2019253):421-426. DOI:10.1093/ibd/izy331.
[19]
ZuoLLiYZhuWet al. Mesenteric adipocyte dysfunction in crohn′s disease is associated with hypoxia[J]. Inflamm Bowel Dis2016221):114-126. DOI:10.1097/MIB.0000000000000571.
[20]
LiuRQiaoSShenWet al. Disturbance of fatty acid desaturation mediated by fads2 in mesenteric adipocytes contributes to chronic inflammation of Crohn′s disease[J]. J Crohns Colitis20201411):1581-1599. DOI:10.1093/ecco-jcc/jjaa086.
[21]
LattkaEIlligTHeinrichJet al. Do FADS genotypes enhance our knowledge about fatty acid related phenotypes?[J]. Clin Nutr2010293):277-287. DOI:10.1016/j.clnu.2009.11.005.
[22]
HuangLQianWXuYet al. Mesenteric adipose tissue contributes to intestinal fibrosis in crohn′s disease through the ATX-LPA axis[J]. J Crohns Colitis2022167):1124-1139. DOI:10.1093/ecco-jcc/jjac017.
[23]
Monfort-FerréDCaroAMenachoMet al. The gut microbiota metabolite succinate promotes adipose tissue browning in Crohn′s disease[J]. J Crohns Colitis20221610):1571-1583. DOI:10.1093/ecco-jcc/jjac069.
[24]
KodamaMKobayashiDAbeKet al. Epithelioid cell granulomas in crohn′s disease are differentially associated with blood vessels and lymphatic vessels:a sequential double immunostaining study[J]. J Histochem Cytochem2020688):553-560. DOI:10.1369/0022155420939535.
[25]
BinionDGWestGAInaKet al. Enhanced leukocyte binding by intestinal microvascular endothelial cells in inflammatory bowel disease[J]. Gastroenterology19971126):1895-1907. DOI:10.1053/gast.1997.v112.pm9178682.
[26]
KoutroubakisIETsiolakidouGKarmirisKet al. Role of angiogenesis in inflammatory bowel disease[J]. Inflamm Bowel Dis2006126):515-523. DOI:10.1097/00054725-200606000-00012.
[27]
ShuWWangYLiCet al. Single-cell expression atlas reveals cell heterogeneity in the creeping fat of Crohn′s disease[J]. Inflamm Bowel Dis2023296):850-865. DOI:10.1093/ibd/izac266.
[28]
ShenWLiYZouYet al. Mesenteric adipose tissue alterations in Crohn′s disease are associated with the lymphatic system[J]. Inflamm Bowel Dis2019252):283-293. DOI:10.1093/ibd/izy306.
[29]
RandolphGJBalaSRahierJFet al. Lymphoid aggregates remodel lymphatic collecting vessels that serve mesenteric lymph nodes in Crohn disease[J]. Am J Pathol201618612):3066-3073. DOI:10.1016/j.ajpath.2016.07.026.
[30]
van KruiningenHJColombelJF. The forgotten role of lymphangitis in Crohn′s disease[J]. Gut2008571):1-4. DOI:10.1136/gut.2007.123166.
[31]
WangXWangHCaoJet al. Exosomes from adipose-derived stem cells promotes VEGF-C-dependent lymphangiogenesis by regulating miRNA-132/TGF-β pathway[J]. Cell Physiol Biochem2018491):160-171. DOI:10.1159/000492851.
[32]
ZhangLYeCLiPet al. ADSCs stimulated by VEGF-C alleviate intestinal inflammation via dual mechanisms of enhancing lymphatic drainage by a VEGF-C/VEGFR-3-dependent mechanism and inhibiting the NF-κB pathway by the secretome[J]. Stem Cell Res Ther2022131):448. DOI:10.1186/s13287-022-03132-3.
[33]
CzepielewskiRSErlichECOnuferEJet al. Ileitis-associated tertiary lymphoid organs arise at lymphatic valves and impede mesenteric lymph flow in response to tumor necrosis factor[J]. Immunity20215412):2795-2811.e9. DOI:10.1016/j.immuni.2021.10.003.
[34]
YinYYangJPanYet al. Chylomicrons-simulating sustained drug release in mesenteric lymphatics for the treatment of Crohn′s-like colitis[J]. J Crohns Colitis2021154):631-646. DOI:10.1093/ecco-jcc/jjaa200.
[35]
HuangLHDeepakPCiorbaMAet al. Postprandial chylomicron output and transport through intestinal lymphatics are not impaired in active Crohn′s disease[J]. Gastroenterology20201595):1955-1957.e2. DOI:10.1053/j.gastro.2020.07.012.
[36]
GuedjKAbitbolYCazals-HatemDet al. Adipocytes orchestrate the formation of tertiary lymphoid organs in the creeping fat of Crohn′s disease affected mesentery[J]. J Autoimmun2019103102281. DOI:10.1016/j.jaut.2019.05.009.
[37]
Gago da GraçaCvan BaarsenLMebiusRE. Tertiary lymphoid structures:diversity in their development,composition,and role[J]. J Immunol20212062):273-281. DOI:10.4049/jimmunol.2000873.
 
 
展开/关闭提纲
查看图表详情
回到顶部
放大字体
缩小字体
标签
关键词