染色质免疫沉淀（chromatin immuno precipitation assay，ChIP）技术的原理是在细胞生理状态下，利用甲醛溶液等试剂使蛋白质与DNA交联，然后用超声使交联的染色质裂解和片段化，最后加入特异性抗体使含有DNA-蛋白质交联复合体发生免疫反应，只有含有目的蛋白的DNA片段才能结合沉淀。利用ChIP技术可鉴定蛋白质在基因组上的结合位置。

ChIP能反映动态过程，捕捉瞬时反应，确定其直接的靶基因，有高分辨率、低噪音和高覆盖率的特点。ChIP能应用到任何已知的基因组序列并得到该基因组序列的某个信息，是识别与特定基因组相关的多种类型分子区域的强大工具。但ChIP对抗体特异性要求较高，无效结合抗体容易产生假阴性，而甲醛固定等操作可能导致相邻蛋白形成假阳性，且难以得到多个因子的同一序列信息。

目前，ChIP技术的主要应用领域包括：转录调控分析、组蛋白修饰研究、药物开发和有丝分裂研究等，其中转录调控应用最为广泛。p73在乳腺癌组织中是过表达的，而p53则是通过各种形式的灭活上调p73。Tophkhane等^[1]用ChIP技术研究了p53失活对p73表达的影响，其结果表明p53敲低/失活可通过腺病毒E2启动子结合因子1（E2F-1）介导的转录调节上调TAp73表达。氧化应激被认为是心脏坏死关键调节剂之一，成纤维细胞生长因子2（fibroblast growth factor，FGF-2）可直接作用于心肌细胞防止在氧化应激期间的损伤。Chen等^[2]利用ChIP等技术发现FGF-2通过激活PI3K/Akt/FoxO3a信号通路下调促凋亡BNIP3L蛋白的表达，从而抑制高浓度过氧化氢在H9c2大鼠心肌细胞中诱导的坏死与线粒体功能障碍。

电泳迁移率变动分析（electrophoretic mobility shift assay，EMSA）是用核酸探针和样本蛋白混合孵育，样本中的核酸-蛋白质复合物在聚丙烯酰胺凝胶的迁移速度会慢于游离的探针并形成一条滞后带，根据凝胶上滞后带的有无和多少来定量DNA结合蛋白的有无和结合活性^[3]。EMSA是一种简单、快速、可定性与定量的体外蛋白质与DNA相互作用检测方法，且适用于未经纯化的蛋白与纯化的重组蛋白^[4]；其缺点是对蛋白复合体与DNA的结合无法鉴定，难以比较不同片段间亲和力的差异，且不能真实的反映体内蛋白质与DNA相互作用的生物过程。传统EMSA采用放射性核素标记寡核苷酸探针，会对环境和人体造成伤害故未被广泛应用。Shi等^[5]使用改进的EMSA揭示与β-连环蛋白相互作用的血管内皮生长因子（VEGF）的转录调节过程，其采用的化学发光法方便、快捷且非常敏感，克服了传统方法的安全问题，使得该方法的应用更加普遍。

足迹法（footprint method）是对待测的DNA进行标记，加入适当浓度的探针对DNA进行消化剪切，使其成为含有多个核苷酸的混合物，经过电泳可形成相差一个核苷酸的浓度梯度带。若某段DNA序列结合了蛋白便可不受探针的消化剪切，则在相应的浓度梯度区形成空白区域。该方法适用范围广，可对未经纯化的核蛋白与DNA结合过程进行研究，能确定蛋白结合DNA片段的长度。此外，酶探针不会扰乱蛋白质与DNA的作用且省去了有机抽提和沉淀步骤，操作简便、省时。但是，该方法只在高浓度蛋白质条件下有效果，且脱氧核糖核酸酶Ⅰ（Deoxyribonuclease Ⅰ，DNaseⅠ）活性所需的MgCl₂和CaCl₂会破坏蛋白质与DNA的相互作用。DNaseⅠ对DNA的切割有位点偏好性，因此得出的电泳梯度条带不均匀，且底物需要量大，不能自动区别DNA-蛋白质复合体上的多个组分。

足迹法分为化学足迹法和生物足迹法^[6]。生物足迹法主要包括DNaseⅠ足迹法、外切酶Ⅲ足迹法和基因组足迹法；化学足迹法主要为羟自由基足迹法等。Stergachis等^[7]使用DNaseⅠ足迹法在81种不同的细胞类型映射核苷酸转录因子中发现约15%的人密码子是同时指定氨基酸和转录因子识别位的双用密码子。

适配体（aptamers）是有高亲和力和特异性的短链（35~100个核苷酸）与单链寡核苷酸。Ellington等^[8]和Tuerk等^[9]创建了能制备高特异性和高亲和力结合靶分子的指数富集的适配体系统进化技术（SELEX），即首先在体外合成含单链寡核苷酸序列的随机文库，在特定筛选缓冲体系中孵育并筛选出寡核苷酸和靶蛋白形成的DNA-蛋白复合体；其次解离出此寡核苷酸并以此为模板进行聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）扩增得到特异性结合的寡核苷酸库；经过此类的反复筛选便可得到高特异性的核酸适配体。适配体相关技术代表了新类靶向配体快速开发能力的革命性进步，其具有体积小、多功能性、可长期储存、低免疫原性和易于生产的优点^[10]，且制备方便快速、特异性高、不易变性、库容量大、应用广范，几乎所有自然界中存在的靶分子均可通过SELEX技术筛选得到相应的适配体。Du等^[11]通过SELEX技术并利用高尔基蛋白73（GP73）筛选特异性ssDNA的A10-2适配体并证明其可能发展成肝癌检测的一种分子探针，其复杂三级折叠结构会产生足够的识别表面积，以便与目标分子发生紧密相互作用。此外，与抗体不同，适配体可容易地进行化学合成和修饰^[12]。但该技术仍有不足，如前几轮筛选得到的寡核苷酸量极少，难以检测到，筛选工作复杂；此外，由于适体是合成的核酸，在进行临床试验中可能被免疫系统识别。

甲基化干扰实验（methylationinterference assay）的原理是用硫酸二甲酯对DNA中的鸟嘌呤进行甲基化修饰以作为DNA分子探针。其将探针与蛋白质温育后电泳，用六氢嘧啶对甲基化的位点进行特异性切割，切割与蛋白质结合的DNA序列，电泳分离呈现2条带并有1个空白区。该方法可确定蛋白质与DNA相互作用的精准位置，但硫酸二甲酯只能使DNA碱基中鸟嘌呤和腺嘌呤甲基化，而对胸腺嘧啶和胞嘧啶无效。

荧光技术（fluorescence technology）是利用荧光共振能量转移（fluorescence resonance energy transfer，FRET）或荧光偏振将荧光物质修饰到DNA和蛋白质上，从而构成新型荧光标记物质并通过相关仪器检测蛋白质与DNA的结合情况。FRET是指当蛋白质DNA分别辍和供体和受体荧光团时，当彼此相互作用距离接近时可诱导FRET信号。荧光偏振利用物质的不同流体动力学性质，分子质量较大的物质通常发出偏振程度较大的光，而分子质量较小的则发出偏振程度较低的光，由此可研究大分子之间的相互作用。荧光技术对待测物浓度要求低、灵敏度高，可观察动态过程及活细胞内蛋白构象^[13]。Taylor等^[14]利用荧光技术观察了特异性限制酶EcoRI与特异性DNA结合并分裂单螺旋DNA分子的过程。虽然，荧光技术具有实时性、准确性、无污染等特点，但其所用仪器价格昂贵。

扫描探针显微镜（scanning probe microscope，SPM）的工作原理是利用电子隧道现象，将样品和探针分别做为电极的两端，当2个电极相距只有数十埃时，隧道效应会在探针与样品表面之间产生隧穿电流，而样品表面的微小变化会通过电流的变化得以表示。SPM技术可观察样品局部表面结构并得到直观的图像与结构信息，其优点是可在生理条件下对蛋白质与DNA及其复合体进行定性和定量分析，也可在纳米水平上分析DNA结构、复杂构象和协同性变化，具有高度的直观性^[15]，且制样容易、操作简便、设备价格相对较低；但SPM的扫描速率与反应速度较低，扫描过程中容易出现漂移和假阳性。

SPM分为扫描隧道显微镜、扫描探针声学显微镜和原子力显微镜，其中原子力显微镜的应用最为广泛。Yeh等^[16]使用原子力显微镜在细胞生理条件下研究了受损DNA诱导的紫外线损伤DNA结合蛋白（UVDDB）二聚化，其显著影响了后续基因组的完整性。

紫外线交联法（UV cross-linking method）以聚烯烃为主要原料并掺入适量的光引发剂，紫外光照射会使DNA分子探针和蛋白在液体中共价交联^[17]；通过电泳分离共价交联的复合物和放射自显影图谱制作，能快速准确地检测蛋白质与DNA的结合情况。Lee等^[18]使用可UV切割的邻硝基苄基氨基甲酸酯（NBU）作为连接分子，通过交联低分子质量支化聚乙烯亚胺（bPEI-2k）分子来合成可UV降解的基因载体材料（ENE4-1）；其利用紫外线交联增强了DNA分子探针与核转录蛋白的相互作用，从而增强了最终的基因表达水平。紫外线交联法方法还可测定与DNA结合的蛋白质大小，对粗制品中不纯的蛋白质也有效果，但其操作不确定性较大且会对人体造成伤害。

生物质谱术（biomass mass spectrometry）的原理是不同大小的带电荷粒子在电磁场中发生偏转，不同质谱的粒子会形成不同质荷比的曲线。该技术利用在电磁场中同一质荷比粒子的质谱交汇于同一位置的原理来鉴定DNA-蛋白复合物及其分子质量^[19]。质谱分析可分析分子质量和分子结构，检测自动化程度高，有极高的灵敏度和特异性^[20]，且可检测极低浓度的DNA-蛋白质复合体；但该技术样品处理过程会产生误差，而且对实验设备要求也较高。

生物质谱术应用范围包括蛋白质组学、核酸研究、药物代谢，尤其是蛋白质与其他生物分子在信号传导、免疫反应过程中的相互作用。CodY是化脓性链球菌的一种转录调节因子，McDowell等^[21]利用生物质谱术证明与野生型相比，CodY突变菌分泌的透明质酸酶（HylA）、CAMP因子（Cfa）、噬菌体编码的核酸酶（Spd-3）和未表征的细胞外蛋白质（Spy49_0015）表达均较低，从而证明CodY基因缺失会影响化脓性链球菌相关的外蛋白表达。

表面等离子共振（surface plasmon resonance，SPR）技术是自20世纪90年代发展起来的生物分子检测技术，其原理是入射的光子撞击金属时，会引起金属表面的自由电子共振并使反射角减弱；通过检测反射角减弱程度的动态变化，可获得生物分子间相互作用的特异性信号。SPR的优点是样品消耗量低、重复性好、应用广泛、能定性和定量^[22]、无须标记物，对生物分子没有损伤且能实时动态反映蛋白质与核酸等生物分子间的相互作用；缺点是其仪器造价较高，灵敏度和检测速度仍有待提高。

SPR已成为生物分子间相互作用研究的有力工具，研究领域涉及抗体-抗原、适体-蛋白以及细胞因子和DNA的相互作用，也可用于新型治疗药物的开发^[23]。例如，SPR可用于筛选人类流感病毒的RNA适体，基于核酸适体的SPR分析可成功检测人类IgE。Brown等^[22]创建了纤连蛋白（Fn）整合素结合域的各种重组变体，利用SPR技术确定了整合素α3β1与Fn片段的结合动力，从而证明Fn片段中Arg-Gly-Asp（RGD）基本序列和协同位点的存在以及整合素α3β1可通过协同位点调节与Fn的结合。

酵母单杂交系统（yeast one hybrid system）从酵母双杂交技术发展而来^[24]。其原理是通过筛选DNA文库得到与靶序列相互作用的蛋白质基因序列，用特异性的DNA序列取代酵母双杂交系统中的DNA Gal4p的结合位点，DNA序列特异性结合蛋白与Gal4P相互作用融合成一体并激活作为表型选择性标志的基因，最后利用该基因序列捕获与其相结合的蛋白。此外，酵母单杂交体系衍生出了反向单酵母杂交体系和单-双酵母杂交体系。该技术可在酵母菌内再现真核细胞内的蛋白质与DNA相互作用，筛选到的是生理状态下有结合功能的蛋白质；其优点是灵敏、简单和快捷；但因为相互作用在核内，容易产生假阳性和假阴性。此外，该方法还不能研究酵母菌内与激活蛋白相作用的结合位点。

自20世纪90年代初，酵母单杂交技术已成为检测序列特异性调节转录因子与其DNA靶位点之间物理相互作用的重要手段^[25]。例如，为研究棉纤维起始发育的分子调控网络，研究者利用酵母单杂交技术筛选棉纤维起始发育相关基因GbPDF2的上游调控转录因子，为棉纤维起始发育的信号转导通路研究奠定了基础^[26]。酵母单杂交技术还可应用于分离编码结合于目的顺式调控元件或其他短DNA结合位点蛋白的新基因。Wei等^[27]采用酵母单杂交体系分离了海胆胚胎孵化酶（SpHE）基因的转录调节子SpEts4，鉴定了SpEts4正调节SpHE转录。

噬菌体展示技术(phage display techniques，PDT)的原理是将待选基因片段插入噬菌体外壳蛋白质的基因中而不影响噬菌体功能，使其基因表达产物在噬菌体表面展示，再与特定的DNA片段反应；通过亲和富集法筛选有特异肽或蛋白质的噬菌体，便可获得能与特定DNA结合的结合域多肽或蛋白序列。PDT能有效地实现基因型和表型的体外转换，其表达产物是天然构象蛋白或多肽；其具有快速、高效、经济、适用性好等特点^[28]；但有些序列不能在噬菌体中表达，且在噬菌体展示过程中的转化包装会限制所建库的容量和分子多样性。