炎症性肠病（IBD）由遗传、环境、免疫及肠道微生物等多种因素共同作用。动物模型的合理运用，在探索IBD的发病机制、药物筛选中具有重大意义。既往化学诱导的小鼠结肠炎模型是研究IBD发病机制的最主要方法，随着生物技术的发展以及IBD分子机制的深入研究，近期出现的斑马鱼和基因工程动物模型逐渐发展，引领IBD发病机制研究的浪潮。本文就IBD动物模型的研究进展做一评述，以期为IBD的基础研究提供帮助。
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炎症性肠病（inflammatory bowel disease，IBD）是由遗传、环境、免疫及肠道微生物等多种因素共同作用的结果。在IBD发病机制探索的历程中，从简单的化学性诱导模型到新兴的基因工程模型，从易感基因到菌群研究，动物疾病模型为IBD发病机制及诊疗研究作出了巨大的贡献。鼠类动物模型是研究IBD发病机制及治疗的最主要方法，而斑马鱼在IBD发病的遗传、分子机制以及药物筛选研究中具有巨大的潜力，随着生物技术的发展和分子机制的深入研究，越来越受到重视。本文从以下5个方面论述目前IBD研究常用的动物模型。
包括鼠类及斑马鱼两类，化学物质诱导的鼠类IBD模型技术已趋向成熟，被广泛运用。斑马鱼体型小，子代数量多，培育要求低，饲养成本低，便于开展大规模研究。斑马鱼化学诱导结肠炎模型的简单性和重复性使其成为药物测试和遗传表型的平台。将基因编辑和细胞成像技术运用于斑马鱼模型，使得斑马鱼在IBD研究中具有极大的运用价值[1]。
TNBS诱导的模型具有造模时间短、可重复、易于诱导等优点，既可以模拟急性炎症反应，也可模拟慢性炎症反应，是经典的IBD动物模型，主要用于克罗恩病（Crohn′s disease，CD）研究。TNBS灌肠可在易感品系小鼠（如SJL/J鼠）中诱发结肠炎，其机制为TNBS作为半抗原进入被乙醇损伤的肠黏膜与大分子物质结合形成全抗原引起免疫应答，形成类似人类CD的组织学特征[2]。不同生物学反应过程如TLR和白细胞介素活化、PPARγ抑制和对PRNP的调节、肿瘤坏死因子信号传导、细胞连接等均可在TNBS诱导的IBD模型中观察到。此外，TNBS还可以导致前列腺素E2、血栓素B2、白三烯B4、白介素等升高[3]。因此，该模型在黏膜炎症反应、免疫及屏障功能的研究中具有运用潜质，但是该模型有自愈倾向，且有较高死亡率[4]。此外，由于造模时TNBS由乙醇溶解，可能会难以区分肠炎是乙醇还是TNBS诱导的。
DSS诱导的结肠炎由硫酸基团造成的高负电荷破坏肠黏膜屏障完整性，使结肠上皮通透性增加；此外，DSS的抗凝血性能加重肠出血；该模型的病变局限于大肠，尤其远端结肠，与溃疡性结肠炎（ulcerative colitis，UC）相似[7]。Rakoff等[8]研究证明宿主先天免疫和肠道微生物之间的相互作用是决定DSS诱导的肠道发病机制的关键，该模型可用于研究先天性免疫系统在结肠炎发生的作用。DSS诱导的不同品系小鼠其疾病严重程度各不相同，该模型可用于寻找靶点基因研究。总之，该模型是研究肠道环境，评估预防和改善疾病的干预措施以及药物筛选的有力工具；为研究宿主遗传、肠道先天免疫、微生物、饮食和其他环境因素之间的相互作用的机制提供支持。但该模型小鼠容易发生严重的持续性病变；另外各小鼠对水的吸收不一致，导致小鼠不一致地暴露在不同的DSS浓度中。
另外，可采用氧化偶氮甲烷（azoxymethane，AOM）/DSS法建立小鼠慢性肠道炎症反应-结肠癌变模型[9]。该模型是建立在炎症反应基础上重要的结肠癌模型之一，结合实验动物的各种基因修饰，在UC相关结肠癌机制、肿瘤微环境和药物研究中具有重要价值。
Oehler等[10]研究显示，DSS浸泡导致斑马鱼幼虫结肠炎。在受精后3 d的条件下，在斑马鱼幼虫培养基中加入DSS，其表现与TNBS诱导的IBD模型类似。该模型可以进行高通量药物筛选。此外，该模型也可作为前向基因筛选的基础，以识别新的小肠结肠炎表型。
噁唑酮引起的结肠炎是目前研究最多的Th2型免疫反应诱导的IBD模型，它作为半抗原介导Th2驱动的免疫应答，引起结肠急性炎症反应。该模型以局限于黏膜及黏膜下层的急性T细胞依赖的炎症反应为特征，表现为淋巴细胞浸润、NK细胞分泌IL-13增加，尤其在远端结肠部位[11]。该模型简单、可重复，是研究UC发病机制的理想动物模型。
这是在斑马鱼系统中建立的第1个化学诱导小肠结肠炎模型。Brugman等[12]报道了在50%乙醇中加入0.2%噁唑酮，直肠给药，引起成年斑马鱼急性小肠结肠炎。在分子水平上，噁唑酮上调炎性细胞因子TNF-α等的表达，以及肠道抗炎细胞因子IL-10的表达，与人类结肠炎高度相似。斑马鱼IBD模型受肠道微生物群的影响，无菌动物及无菌培养环境可减轻模型的肠道炎症反应，可用来研究肠道微生物、免疫与IBD的相关性。
啮齿类动物经直肠给予乙酸，可导致上皮损伤、黏膜通透性增加以及透壁炎症反应，其病变局限于结肠，病变程度与剂量相关，此模型成功复制了人类IBD的相关特征。该模型易于诱导，价格低廉，但造成的结肠黏膜炎症反应为化学性损伤，不能确切代表IBD的免疫特性，且不适宜建立观察疗程较长的UC动物模型。
碘乙酰胺可诱导细胞缺氧、黏膜损伤等作用[13]，可快速模拟UC的实验性肠道炎症反应。该模型有助于研究IBD的上皮损伤和发病机制，探讨IBD治疗药物的疗效。
缺乏Mdrla基因的小鼠会在12 ~ 15周自然地发生结肠炎，通过口服胆汁螺杆菌感染转基因小鼠，可加重结肠炎的发展。鼠伤寒沙门氏杆菌和都柏林沙门氏菌是经口腔感染并可引起肠道疾病的食源性肠道细菌病原体，进一步引起肠道炎症反应，该模型具有UC相似的病理组织学特征[14]。C57BL/6小鼠全身感染后5 ~ 7 d内可诱发结肠炎，因此认为伤寒沙门氏菌感染是研究结肠炎急性期的一种有价值的模型，但该模型可变性大[15]。
基因工程诱导的动物模型可靠性高，重复性好，适用于药物筛选。转基因诱导的IBD动物模型能够精确地研究特定基因与IBD的关系，进一步研究基因的生物学功能及表达调控机制。但基因敲除的动物模型动物繁殖力低下，易早期死亡。
在部分极早发型IBD（very early onset inflammatory bowel disease，VEO-IBD）患者中发现了IL-10受体A（IL10RA）基因突变，会导致特异性免疫缺陷[16]。IL-10是多种细胞分泌的抑制过度的炎症反应的细胞因子，在调节肠道稳态的免疫应答中起重要的作用。IL-10缺乏的小鼠2 ~ 4个月时会自发地发生结肠透壁炎和盲肠炎，这种炎症反应类似CD[17]。该模型特征为免疫失调，表现为中性粒细胞和巨噬细胞数量增加，TNF-α、IFN-γ和IL-17表达增加。该模型在IBD的基础研究和临床药物试验中有良好的应用前景。
IL-2由激活的T淋巴细胞产生，是免疫系统中一个具有多重调节功能的细胞因子。动物研究表明IL-2在UC中起保护作用。IL-2-/-小鼠的小肠保持完整，而结肠则出现溃疡和肠壁增厚。另外的研究发现IL2/IL21受体区域的多相结构与IBD的易感性增加有关[18]。IL-2-/-小鼠模型为研究IBD发生机制提供了更多选择。
TCR在T细胞介导的免疫反应中起着重要的作用，不同的调节性T细胞（Treg）TCR库对肠道的稳态的起着重要作用，TCR的多样性可能在抑制结肠炎中具有关键作用。TCR-/-小鼠可发展为结肠炎，其病变类似人类UC。
HLA-B27转基因小鼠模型影响Th1细胞介导的免疫反应，可在胃、回肠、全结肠等部位出现自发炎症反应，该模型已被广泛应用于肠道菌群的研究。在1 ~ 3周龄时，IL-7转基因小鼠可出现急性结肠炎，8 ~ 12周龄时出现脱肛和便血，此模型与人UC十分相似。STAT-4是一种重要的转录因子，参与Th-1细胞的发育和调节，STAT-4转基因小鼠可出现体质量减轻和腹泻，类似CD[20]。
T细胞在结肠炎发病过程中起关键作用，在抗原提呈细胞之间起中介作用，并对肠道菌群产生靶向免疫反应。分离小鼠脾脏内幼稚T细胞CD4+ CD45RBhigh或CD4+ CD62L+ T细胞，移植入缺乏T细胞和B细胞的同基因型（如SCID或RAG-/-）小鼠，移植4周后小鼠出现全结肠炎[21]。该模型是研究T细胞在IBD发病中的作用的理想模型，也用于研究肠道微生物群、先天免疫细胞在IBD发病机制中的影响[22]，但该模型需要T细胞的提取、分离、纯化、注射，操作相对复杂。
自然界的某些动物可自发产生与人类IBD相似的肠炎，这样的肠炎模型被视为自发性IBD动物模型。C3H/HeJBir与Mdrla-/-小鼠可自发结肠炎，南美的白毛顶绢毛猴（cotton-toptamarin）可自发出现与UC相似的肠道炎症反应，并可伴发结肠腺癌。但由于自发性动物模型昂贵且稀少，肠道炎症反应难以控制，因此在研究IBD发病机制中运用较少。
总之，传统IBD动物模型大多源自于小鼠，小鼠模型对IBD的研究做出了巨大贡献，但存在成本、成模能力以及有关遗传操作等诸多限制。在基因编辑技术迅猛发展背景下，我们认为更具优势的斑马鱼模型将进一步引领IBD发病机制及治疗研究的浪潮。
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