原则上胰腺捐献者年龄18～60岁^[4]，如果捐献者年龄偏小在进行胰岛分离时，不易将胰岛细胞和外分泌细胞完全分离，年龄偏大时胰腺纤维化程度较重，可能影响胰岛细胞分离结果^[5]。

BMI较高的捐献者胰腺脂肪沉积程度较高，胰岛细胞数量较多，胰岛分离效果优于脂肪沉积少的胰腺。国外多中心在选择捐献者胰腺用于胰岛制备时，要求捐献者BMI水平至少>21 kg/m^2[6,7]，美国明尼苏达大学所选用于胰岛移植的胰腺捐献者要求BMI >27 kg/m^2[8]。我国捐献者BMI较高时需要考虑年龄因素以及糖化血红蛋白水平来综合评估，以排除2型糖尿病捐献者。

男性通常比女性的体型高大，相应的体表面积更大，胰腺的体积和重量更大，胰岛数目也更多。

由于国内捐献系统不完善，捐献者的病史采集不够详尽，另外捐献者在捐献期间可能因应激反应引起血糖升高或因使用糖皮质激素而继发血糖升高，不能应用血糖指标来判定捐献者是否存在糖尿病史。糖化血红蛋白(HbA1c)和C肽可以作为判定捐献者在捐献前是否有糖代谢紊乱^[9]，HbA1c<6 %可做为合适胰腺筛选指标^[10]，再根据C肽的结果来综合判断捐献者胰岛的功能。

胰腺对热缺血极其敏感，当热缺血时间超过30 min，胰腺及胰岛功能显著减低^[11]，捐献者多经历过心肺复苏或低血压同样会影响胰岛分离的产量，胰岛移植的胰腺供者心肺复苏时间原则上不超过10 min^[12]。

例如死亡原因、ICU抢救时间、住院时间、血液动力学因素、升压药物的应用、激素类药物应用及实验室检查结果等。

获取供者胰腺时，根据具体情况，可采用腹部多器官整块切取、肝脏胰腺整块切取以及单独胰腺切取等方法获取，获取的供者胰腺包括胰腺、部分十二指肠和脾脏。获取时应尽量减少胰腺热缺血时间^[13]，做到游离迅速细致，胰岛移植所用供者胰腺可不要求保留血管，但胰腺包膜应保留完整。切取后，供者胰腺连同部分十二指肠、脾脏一并放置于0～4 ℃的低温保存液保存^[14,15,16]。

胰岛移植供者胰腺的冷缺血时间不应超过12 h，在胰腺保存过程中推荐使用UW液^[17,18]。

供者胰腺进入优良制造标准(GMP)实验室后检查胰腺保存袋温度、有无破损，核实供者基本信息及血型；检查胰腺灌注是否充分及水肿、纤维化情况，确认供者胰腺可以使用后，收集器官保存液进行细菌学检测，供者脾脏、血样同时送检以备后续受者配型。胰腺分别应用碘伏溶液、水溶性抗真菌药物溶液、Hank's平衡盐(HBSS)溶液依次清洗后修剪周围脂肪组织、淋巴结，保证胰腺包膜完整，以利于灌注充盈。记录胰腺表面脂肪和脂肪浸润情况，最后进行胰腺称重，确定胶原酶配比浓度和体积。

胰腺组织的消化采用酶消化分离法，将胰岛与胰腺外分泌组织分离开，目前临床胰岛分离使用的消化酶溶液由胶原酶＋中性蛋白酶组成。由于供者年龄、性别、胰腺的重量、质地、脂肪浸润程度以及缺血时间均可能影响消化酶对胰腺的消化效率，所以在胶原酶的使用上应根据胰岛分离团队的经验。消化酶应新鲜配制，在配制的过程中需要保持相对较低的温度，防止在胰腺灌注时因消化酶温度高而产生消化作用。

胰腺行主胰管插管，灌注过程应在冰浴上进行，如果采用自动循环灌注系统进行灌注，最初4～6 min灌注压力保持在60～80 mmHg，之后5～10 min上升至160～180 mmHg^[19]；如采用手动灌注，应在最初的4～6 min缓慢用注射器将消化酶溶液注射至主胰管中，接着加大注射压力，使胰腺逐渐膨胀，操作过程中可以移动插管位置，保障整条胰腺充分膨胀。灌注结束后去除多余的脂肪和结缔组织，将胰腺切成3 cm²大小的组织块后连同胶原酶溶液一并转入胰岛消化罐(Ricordi-Chamber)中进行消化。

(1)1期消化：即循环消化。这个过程温度逐渐上升并保持在37 ℃左右，以发挥胶原酶的最大活性。同时以一定的力度、频率摇晃Ricordi-Chamber。每隔1～2 min观察样本。当样本中组织量增多，胰腺腺泡变小，大多数胰岛细胞与胰腺腺泡分离时，即可停止循环消化。

(2)2期消化：1期消化停止后，去除加热系统，持续用冷却/室温的稀释液降低Ricordi-Chamber中的胶原酶的浓度，同时保持一定的力度、频率继续摇晃Ricordi-Chamber。将消化产物收集到含人血清白蛋白的冷却细胞培养液中，洗涤离心2～4次，收集沉淀物，清洗后悬浮于0～4 ℃的UW液中，30 min后进行纯化。

采用连续密度梯度离心法。利用多功能细胞淘洗机(Cobe2991) ^[22]纯化胰腺的消化产物，介质一般采用聚蔗糖(Ficoll)或碘克沙醇(Iodixanol)^[23,24]，纯化过程应注意保持低温。

离心后将纯化产物分别收集到数个离心管中，再分别提取每个离心管中的样品做纯化鉴定(双硫腙染色方法，按照胰岛占总组织量的比例计算胰岛的纯度)，根据每管中胰岛细胞的纯度可以将纯化产物分为高纯度(≥70 %)、中等纯度(40 %～69 %)和低纯度产物(30 %～39 %)^[20]。

含有10 %～15 %人血清白蛋白的胰岛培养液(CMRL1066)，糖浓度为5.5 mmol/L^[25]。

如果移植前需要对胰岛进行培养，可以将高纯度胰岛培养于37 ℃温箱中培养不超过24 h，之后转移至22 ℃培养箱中继续培养；低纯度的胰岛可以直接在22 ℃培养箱中培养^[26]，胰岛体外培养的时间一般不超过72 h。

胰岛细胞分离结束后首先应确认胰岛细胞的产量。因为胰岛细胞大小、形状差别很大，所以常规以胰岛当量(islet equivalents, IEQ)来确认胰岛分离的产量，即一个直径为150 μm大小的球状胰岛细胞为一个胰岛当量^[27]。按照一定的稀释倍数提取样本后根据下列公式来计算整个样本的胰岛当量。以胰岛移植受者体重计算，首次胰岛移植时要求胰岛数量为5 000 IEQ/kg以上，再次胰岛移植时要求胰岛数量为4 000 IEQ/kg以上。

临床胰岛移植要求胰岛细胞的活性>70 %。胰岛移植前必须迅速、准确判定胰岛细胞的活性。荧光素二乙脂(FDA)/碘丙啶(PI)法是目前检测胰岛活性最常用的方法。FDA本身没有荧光，进入活细胞原生质体后才会发出荧光，并且在490 nm波长激发光下可见。死细胞或将死的细胞没有或只有极微弱的荧光。PI只能透过死细胞膜并嵌入DNA发出红的荧光。

以高糖溶液(28 mmol/L)、低糖溶液(2.8 mmol/L)，刺激胰岛细胞分泌胰岛素，以葡萄糖刺激指数(高糖/低糖)来评定胰岛细胞的功能。当刺激指数大于1时可以用于临床胰岛移植。目前静止葡萄糖刺激试验和动态葡萄糖刺激试验均可采用^[20]。

如有条件，可以应用动物模型来进一步评估胰岛细胞的功能。通常选取裸小鼠或SCID小鼠为受鼠，利用链佐霉素(STZ)注射方法诱导受鼠糖尿病模型。将所分离的胰岛移植到小鼠的肾包膜内(1 000～2 000 IEQ/只)，移植后定期检测受鼠的血糖水平。通常，受鼠血糖应该在1～3 d内达正常水平，如在7 d内仍不能降至正常水平，则表明移植胰岛存在明显的功能损伤。后期观察移植胰岛的存活时间，如经胰岛移植后的连续3 d受鼠血糖>13.8 mmol/L，则表明移植胰岛的功能丧失。

胰岛移植前的胰岛内毒素检测是胰岛移植安全性的重要体现，根据移植受者的体重和移植所需的时间，胰岛移植前胰岛悬液中内毒素水平低于5 EU ·kg^-1 ·h^-1。

胰岛移植前光学显微镜下检测样本，镜下不可见细菌及真菌。胰岛移植液体应常规进行细菌、真菌培养，检测支原体和衣原体。